Содержание к диссертации
Введение
1.Обзор литературы 8
1.1. Физиологические механизмы регуляции воспроизводительной функции 8
1.2. Морфо-биохимические изменения в тканях животных в течение репродуктивного цикла .17
1.3. Факторы, влияющие на воспроизводительную функцию 24
1.4. Механизмы пептидной регуляции нейро-иммунно-гормональных связей репродуктивного цикла .29
1.5. Методы и средства стимуляции воспроизводительной функции у свиноматок 36
2. Материал и методы исследований 44
3. Результаты исследований 51
3.1. Динамика содержания гормонов 51
3.2 Содержание белков и азотсодержащих небелковых веществ в крови 59
3.3. Кинетика показателей общего гематологического анализа 72
3.4. Показатели дифференциального подсчета лейкоцитов
3.5. Изменения ферментативной активности в крови свиноматок 88
3.6. Динамика липидов в крови свиноматок .94
3.7. Показатели естественной резистентности .99
3.8. Содержание витаминов в крови свиноматок .106
3.9. Гистологические изменения в иммунокомпетентных и репродуктивных органах свиноматок 111
4. Стимуляция воспроизводительной функции .125
5. Экономическая эффективность 127
6. Обсуждение полученных результатов .129
Выводы .142
Практические предложения .144
Список литературы
- Морфо-биохимические изменения в тканях животных в течение репродуктивного цикла
- Методы и средства стимуляции воспроизводительной функции у свиноматок
- Содержание белков и азотсодержащих небелковых веществ в крови
- Гистологические изменения в иммунокомпетентных и репродуктивных органах свиноматок
Морфо-биохимические изменения в тканях животных в течение репродуктивного цикла
В настоящее время изучено более 15 различных эстрогенов, которые отличаются один от другого по активности и структуре. Основными эстрогенами, обнаруженными у животных, являются эстрон, - , -эстрадиол, эстриол, эквилин и эквилинин. Химическое строение этих гормонов показывает, что все они относятся к стероидам и состоят из углеводорода циклопентенопер-гидрофенантрена и его производного эстрана с 18 атомами и метильной группой. Установлено, что биосинтез эстрогенов и кортикостероидов в организме происходит на внутренней мембране митохондрий клеток (Дедов И.И., 2006). Основной орган образования эстрогенных гормонов – яичники, в которых гормоны продуцируются всеми клеточными элементами фолликула и интер-стициальной тканью. У беременных животных эстрогены синтезируются так же плацентой. В небольшом количестве эти гормоны синтезируются корой надпочечников. Эти основные фракции фолликулярных гормонов – эстрон, эстрадиол и эстриол – обладают сходными свойствами, но отличаются неодинаковой степенью физиологической активности. Наиболее активен эстрадиол-17. Механизм действия эстрогенов сводится к непосредственному воздействию на процессы синтеза белков, на скорость и характер дупликации спирально-ядерных ДНК, образование специфических т-РНК и и-РНК, обеспечивающих синтез полипептидных цепей в пределах рибосом клеток. Эстрогены накапливаются в репродуктивных органах, печени и коре надпочечников. Важное значение в механизме действия эстрогенов имеет влияние их на транспорт аминокислот через клеточные мембраны. Проникая в фосфолипидный слой клеточных мембран, эстрогены вызывают изменение физико-химических свойств мембраны, что выражается в повышении их проницаемости и функциональной активности. В связи с этим первой реакцией клетки на эстрогены является изменение водно-электролитного состава плазмы. Гормоны проникают в клетку органа, связываются с белком и субклеточными образованиями и изменяют их функцию. Мембраны, представляющие собой трехслойное образование, содержащее два белковых и средний липоидный, основу которого составляют фосфолипиды и холестерол, под действием стероидных гормонов обеспечивают проницаемость различных веществ. Проницаемость мембран для стероидных гормонов объясняется взаимодействием последних с фосфо-липидами (Бриль Э.Е., 1983, Дедов И.И., 2006). Холестерин, как важнейший компонент мембран, определяет их связующую способность со стероидными гормонами, которые, в свою очередь, обеспечивают связь с мембранами. Эстрогены оказывают стимулирующее действие не только на синтез РНК и белка, но и повышают активность ДНК-полимеразы и увеличивают синтез ДНК. Содержание эстрадиола повышается в стадии эструса и снижается при диэструсе, достигая максимума в первой половине течки, и при этом происходит тесная взаимосвязь с другими гормонами, поддерживающими половую цикличность, – кортизолом и тироксином (Юдаев Н.А., 1976; Гордон А., 1988; Шумский Н.И., 2002; Айламазян Э.К., 2002).
На физиологические процессы, протекающие в организме самок, большое влияние оказывает гормон прогестерон (Abdullah A.S., 1989; Корнева Е.А., Шхинек Э.К., 1989; Клинский Ю.Д., 1997). В течение всего репродуктивного цикла у свиней доминирует содержание гормона прогестерона (Паду-чева А.Л., 1974; Hunter A., 1977; Gortner R., Haen E., 2001; Loose–Mitchell D.S., Stancel G.M., 2001; Lucy M.C., 1992, 2003; Hess B.W., Lake S.L., Scholljegerdes E.J. et al., 2005). Он участвует в подготовке эндометрия матки к имплантации оплодотворенного яйца, обеспечивает нормальное течение беременности и способствует развитию молочных желез. С момента овуляции у самок постепенно увеличивается концентрация гормона, синтез и поступление прогестерона в кровь происходит в течение всего цикла. Такая цикличность гормона позволяет в малых дозах стимулировать развитие желтых тел, а в больших приводить к атрофии яичников и задержке очередной овуляции. Прогестерон снижает чувствительность миометрия, и механизм его действия сводится к угнетению ферментов (глюкоронидаза, фосфатаза, угольная ангидраза), которые стимулируются эстрогенами. Количество прогестерона снижается за 3–4 сут. перед охотой, во время ее протекания и в течение 2-4 сут. после нее (Ноrst C., Kniper C., 1972). Содержание прогестерона в периферической крови в период охоты небольшое (Soroff J.R., 1984; Rajamahendran R., Walton J.S., 1988; Spicer L.J., Vernon R.K., Tuker W.B. et al., 1993, 2006; Stanczyk F.Z., 1996; Silvia W.J., 1999; Stewart P.M., 2003; Sakaguchi M., Sasamoto Y., Suzuki T. et al., 2004), а в фазу желтого тела оно максимально повышается. На концентрацию гормона желтого тела могут оказывать влияние многие факторы: упитанность, стресс, сезон года, возраст, уровень и количество опоросов (Перфилов А. А., 2009; Баймишев Х.Б., 2010), сбалансированность кормления и рационов кормления (Кижаев М.Ф., 2012), зоогигиенические параметры содержания (Логинов P.O., 2007), а также порода (Паращенко И.В., 2003; Лумбунов С.Г., 2009; Крупин Е.О., 2010) и некоторые другие особенности (Fowden A.L., 1993) протекания половой цикличности.
Методы и средства стимуляции воспроизводительной функции у свиноматок
У 5 (10) свиноматок в каждой группе проводили взятие крови из ушной вены четыре раза за весь преиод исследований (на 1-е, 15-е, 21-е, 26-е сут) для проведения лабораторных морфо-биохимических исследований крови. В крови (сыворотке) свиноматок исследовали по общепринятым методикам (Кондрахин И.П., 2004) количественные характеристики следующих показателей: в сыворотке крови – эстрадиола–17; прогестерона; кортизола; ФСГ (фолликулостимулирующий гормон); тироксина; холестерина (общий); триг-лицеридов; общего белка; альбуминов; глобулинов – , , ; АсАТ (аспартата-минотрансферазы); АлАТ (аланинаминотрансферазы); ЩФ (щелочной фосфа-тазы); эритроцитов; гемоглобина; лейкограммов; витаминов А, Е, С; БАСК (бактерицидную активность сыворотки крови); ЛАСК (лизоцимную активность сыворотки крови); ФАНК (фагоцитарную активность нейтрофилов крови) и в тканях органов – гистологию лимоузлов, печени, селезенки, матки, яичников, яйцепроводов.
Определение содержания гормонов в сыворотке крови свиноматок проводили иммуноферментными методами, согласно общепринятым методикам. Методика исследования гормонов основана на показателях оптической плотности спектрофотометра, связанных гормонов со специфическими антителами, фиксированными в твердой фазе, с последующим расчетом их концентрации по калибровочной кривой.
Определение общего белка проводили по методике, основанной на взаимодействии белков с ионами меди в щелочной среде (окраска синего цвета). Фотометрическое определение окраски показывало результат, соответствующий концентрации общего белка в пробе. Содержание альбуминов, , , -глобулинов определяли с помощью метода электрофореза на бумаге. Согласно этой методики под влиянием постоянного электрического поля при определенном значении потенциалов и рН-среды, находящиеся в сыворотке белки разделяются на фракции. Определение значений изучаемых фракций определялись обработкой бумажных полос красками, окрашивающими белки, с последующим количественным определением белковых фракций методом элюи-рования краски.
Количественное определение триглицеридов проводили путем катали-зирования липазной реакции гидролиза триглицерида с образованием жирных кислот и эквимолярного количества глицерина. Глицерин при наличии АТФ гексокиназы и глицерофосфатазы окисляется кислородом воздуха с образованием эквимолярного количества перекиси водорода. Наличие пероксидазы катализирует окисление хромогенных субстратов перекисью водорода в присутствии хлорфенола с образованием окрашенного продукта, интенсивность окраски которого прямо пропорциональна концентрации триглицерида в пробе, что измеряли фотометрически.
Для определения холестерола применяли методику гидролиза эфиров холестерина холестиринэстеразой. Образовавщийся в результате гидролиза и имеющийся в пробе холестерин окислялся кислородом воздуха под действием холестериноксидазы с образованием эквимолярных количеств перекиси водорода. Под действием пероксидазы перекись водорода окисляла хромогенные субстраты с образованием окрашенного соединения; интенсивность окраски которого прямо пропорциональна концентрации холестерина в пробе, что в последующем измеряли фотометрически.
Для определения активности аланинаминотрансферазы (АлАТ) применяли унифицированный метод Райтмана-Френкеля, согласно которому АлАТ катализирует в присутствии -кетоглутората переаминированием L-аланина с образованием соединения пирувата. Его содержание в пробе измеряли фотометрически. Для определения АсАТ применяли аналогичную методику.
Для определения активности щелочной фосфатазы (ЩФ) применяли унифицированный метод, согласно которому щелочная фосфатаза катализирует реакцию гидролиза n-нитрофенилфосфата с образованием эквимолярного количества n-нитрофенола и фосфата. Скорость образования n-нитрофенола прямо пропорционально активности ЩФ и в последующем измерялась фотометрически.
Определение витамина А проводили по методу, основанному на щелочном гидролизе и экстракции витамина А и каротина из сыворотки крови малолетучими растворителями и последующем спектрофотометрическом измерении поглощения света раствором до и после разрушения витамина А ультрафиолетовыми лучами (Метод. указ., 1979). Определение витамина Е проводили методом хроматографии (Черняускене Р.Ч., 1984). Определение витамина С проводили согласно принципу восстановления аскорбиновой кислотой трехвалентного железа в двухвалентное. Последнее образует с -дипиридилом комплексное соедирнение розового цвета (Петрова А.Т., 1972).
Изучение гистоструктурных изменений в половых и вторичных иммуно-компетентных органах проводили на гистопрепаратах после забоя свиноматок (n=3) на 5-е сутки после отъема поросят. Гистопрепараты подготавливали и окрашивали гематоксилин-эозином согласно методам классической гистотех-ники (Гуков Д.Д., 2001). Микроскопическое исследование и фотодокументирование материала осуществляли с помощью микрофотонасадки МФН-11.
Полученный в исследованиях цифровой материал обработан статистически (Овсянников А.И.,1976). При определении достоверности разницы между показателями взятия крови внутри групп использовали аргумент Стью-дента по вычислению критерия достоверности. Результаты рассматривались как достоверные, начиная со значения p 0,05. Учет эффективности стимуляции воспроизводительной функции у свиноматок различными методами проводили по показателям времени наступления половой цикличности и проценту оплодотворенных животных.
Содержание белков и азотсодержащих небелковых веществ в крови
После применения гамавита и гипофизина на 15-е сут исследований отмечено снижение их содержания до 3,65±0,05 млн/мкл, что было ниже нормы в 1,6 раза, р 0,01. На 21-е и 26-е сут установлено постепенное повышение количества эритроцитов, соответственно на 16,9, р 0,001 и 5,3%, р 0,05. Отмеченное количество эритроцитов в крови к 26-м сут (к 5-м сут после отъема) исследований было меньше первоначального уровня в 1,8 раза, р 0,01.
Во 2-й группе свиноматок первоначальный уровень эритроцитов составил 4,55±0,15 млн/мкл, что было меньше нормы на 24,2%. В дальнейшем к 15-м сут и 21-м после родов количество эритроцитов изменилось незначительно, а после применения препаратов и отъема поросят количество эритроцитов к 26-м сут соответствовало нижней границе нормы и составило 5,40±0,22 млн/мкл, что было больше первоначального значения на 18,6%, р 0,01.
В 3-й группе количество эритроцитов на 1-е сут после родов было ниже нормы (в 1,2 раза) и составило 4,84±0,14 млн/мкл. На 15-е сут после родов их количество снизилось незначительно (на 12,2%, р 0,05) и после введения га-мавита и гипофизина оставалось к 21-м сут практически без изменений – 4,73±0,24 млн/мкл. На 5-е сут после отъема поросят (26-е сут) количество эритроцитов увеличилось (на 35,3%, р 0,001) до 6,40±0,27 млн/мкл, что превышало первоначальное значение на 32,2%, р 0,001 и соответствовало норме. Полученные значения количества эритроцитов к 26-м сут превышали аналогичные в 1-й группе на 42,2%, p 0,001 и во 2-й группе на 18,5%, p 0,01. У свиноматок 4-й (контроль) группы первоначальный уровень эритроцитов был в пределах 4,67±0,22 млн/мкл (меньше нормы на 22,2%). На 15-е сут исследований их количество незначительно снизилось (на 11,6%, р 0,05) и к 21-м сут оставалось практически без изменений. На 26-е сут исследований количество эритроцитов незначительно повысилось (на 17,0%,р 0,05) до 4,80±0,25 млн/мкл и было больше (на 2,7%) их первоначального значения на 1-е сут после родов. Количество эритроцитов в 4-й (контроль) группе было меньше аналогичного значения во 2-й и 3-й группах, соответственно на 11,2 % р 0,05 и 25,0%, р 0,05.
Отмеченный характер наибольшего повышения количества эритроцитов в крови свиноматок 3-й группы к 26-м сут после родов до физиологически нормальных подтверждает стимулирующее эритропоэз действие препаратов гамавита и гипофизина, применяемых после отъема поросят. Учитывая то, что эритроциты обладают активной мембраной с мощным рецепторным аппаратом, позволяющим поддерживать иммунологический гомеостаз, применение гамавита и гипофизина в период отъема является наиболее эффективным вариантом стимуляции нейро-эндокринно-иммунных взаимосвязей в организме свиноматок.
Содержание гемоглобина в крови у свиноматок 1-й группы на 1-е сут после родов составило 82,99±2,95 г/л, что было ниже нормы на 16,2%. После применения гамавита и гипофизина количество гемоглобина к 15-м сут после родов повысилось (на 13,4%, р 0,01) до 94,10±0,48 г/л. В дальнейшем на 21-е сут также отмечено повышение содержания гемоглобина (на 14,6%, р 0,001) до нормы и составило 107,92±1,16 г/л, которое к 26-м сут практически не изменилось и находилось в пределах 102,10±1,02 г/л, р 0,01 Отмеченное количество гемоглобина к 5-м сут после отъема поросят превышало первоначальное значение на 1-е сут на 23,0%, р 0,001.
У свиноматок 2-й группы первоначальный уровень гемоглобина составил 102,27±3,2 г/л (соответствие норме). На 15-е сут отмечены малозначимые изменения его количества, которые оставались практически неизменными и к 21-м суткам. К 26-м сут исследований установлено повышение (на 24,2%, р 0,01) уровня гемоглобина до 114,77±5,1 г/л, что соответствовало физиологической норме и было больше первоначального значения на 11,7%.
В 3-й группе свиноматок на 1-е сут после родов количество гемоглобина составило 103,37±2,2 г/л. что было в пределах нормы. В последующем на 15-е и 21-е сут изменения его содержания были малозначимыми, а на 26-е сут отмечено повышение (на 22,9%, р 0,001) уровня гемоглобина до 123,10±3,78 г/л, что превышало исходный уровень на 19,1%, р 0,001 и норму на 3,4%.
В 4-й (контроль) группе животных на 1-е сут после родов количество гемоглобина было незначительно меньше от нормы – на 3,2%. На 15–21-е сут после родов количество гемоглобина практически не изменилось и к 26-м сут находилось в пределах 96,70±1,97 г/л, что соответствовало нижней границе нормы. Снижение количества гемоглобина к 5-м сут после отъема поросят (26-е сут) в 4-й (контроль) группе было меньше к этому времени от 1-й группы на 5,3%, p 0,05, 2-й группы – 15,8%, p 0,01 и 3-й группы – 21,5%, p 0,001.
Таким образом, наибольшее повышение содержания гемоглобина у свиноматок 3-й группы от нормы на 3,4% к 5-м сут после отъема поросят, при неизменном состоянии количества гемоглобина в 4-й (контроль) группе, свидетельствует о стимулирущем синтез гемоглобина в печени характере действия применяемых гамавита и гипофизина и соответствует степени повышения в этой группе количества эритроцитов.
Содержание лейкоцитов в крови свиноматок 1-й группы на 1-е сут после родов составило 17,41±0,74 тыс/мкл, что соответствовало верхней границе нормы. На 15-е сут после применения препаратов отмечено снижение (на 17,5%, р 0,001) их уровня до 14,36±0,14 тыс/мкл, который не изменился и к 21-м сут. На 5-е сут после отъема поросят (26-е сут) было установлено еще снижение (на 14,7%, р 0,01) количества лейкоцитов до 12,80±0,42 тыс/мкл, что было меньше первоначального значения (на 1-е сут) на 26,5%, р 0,001 и соответствовало норме.
Гистологические изменения в иммунокомпетентных и репродуктивных органах свиноматок
У свиноматок 3-й группы на 1-е сут после родов количество витамина А было 0,07±0,39 мкмоль/л. На 15-е сут отмечена тенденция дальнейшего незначительного повышения к 21–26-м сут после применения стимулирующих препаратов его уровень составил 0,06±0,77 – 0,09±0,44 мкмоль/л, что практически соответствовало первоначальному значению. В крови свиноматок 4-й (контроль) группы первоначальный (на 1-е сут) уровень витамина А был равен 0,08±0,76 мкмоль/л. В дальнейшем на 15–21-е сут после родов особых изменений в его содержании не отмечено и на 5-е сут (26-е сут после родов) после отъема поросят количество витамина А имело тенденцию снижения и составило 0,02±0,05 мкмоль/л, что было меньше первоначального значения в 4 раза. Количество витамина А в 4-й (контроль) группе к 26-м сут было меньше его значения в 1-й группе в 2,5 раза, p 0,01 и в 3-й группе – в 4,5 раза, p 0,01.
Содержание витамина Е в сыворотке крови свиноматок 1-й группы на 1-е сут после родов находилось в пределах 5,52±0,61 мкмоль/л (ниже нормы в 3 раза). В дальнейшем на 15-е сут после родов и введения гамавита и гипофи-зина его количество не изменилось, а на 21-е сут отмечено снижение (43,8%, р 0,01) до 3,1±0,23 мкмоль/л. К концу исследований на 26-е сут установлена тенденция повышения концентрации витамина Е до 12,0±2,0 мкмоль/л, что было больше первоначального уровня в 2,2 раза и соответствовало нижней границе нормы.
Во 2-й группе свиноматок первоначальное количество витамина Е составило 4,8±0,33 мкмоль/л (ниже нормы в 3 раза). На 15–21-е сут после родов и применения препаратов содержание витамина практически не изменилось, а к 5-м сут после родов (26-е сут) было установлено повышение (в 2,8 раза, р 0,01) его концентрации до 11,0±0,74 мкмоль/, что превышало его количество на 1-е сут после родов в 2,3 раза, р 0,05 и было ниже нормы на 21,5%.
В крови свиноматок 3-й группы на 1-е сут после родов концентрация витамина Е составила 3,1±0,52 мкмоль/л, что было ниже нормы в 5 раз. На 15– 21-е сут также не отмечено особых изменений в его содержании, а к 26-м сут исследований после применения препаратов и отъема поросят, концентрация витамина Е повысилась (в 2,3 раза, р 0,01) до 7,2±0,33 мкмоль/л, что было в 2,3 раза, р 0,05 больше первоначального значения.
В крови свиноматок 4-й группы на 1-е сут после родов количество витамина Е находилось в пределах 2,6±0,05) его концентрации до 4,32±0,25 мкмоль/л. На 21-е сут содержание витамина практически не изменилось и к 5-м сут после отъема поросят (26-е сут) его количество составило 3,84±0,12 мкмоль 0,16 мкмоль/л. В дальнейшем на 15-е сут отмечено повышение (на 66,1%, р /л, что превышало первоначальный уровень витамина Е на 47,7%, р 0,05.
Концентрация витамина С в сыворотке крови свиноматок 1-й группы на 1-е сут после родов была равна 10,79±0,05 мкмоль/л, что было равно норме. В дальнейшем на 15–21-е сут исследований и после введения гамавита и гипо-физина значимых изменений его количества не отмечено, и к 26-м сут концентрация витамина С составила 9,65±0,05 мкмоль/л, что практически было незначительно меньше (на 10,5%, р 0,0) первоначального уровня.
В крови свиноматок 2-й группы первоначальное значение витамина С составило 9,65±0,10 мкмоль/л. На 15–21-е сут значимых изменений витамина не отмечено, и после применения препаратов его концентрация к 26-м сут составила 9,0±0,05 мкмоль/л, что было равно первоначальному значению.
Содержание витамина С у свиноматок 3-й группы на 1-е сут после родов находилось в пределах 9,0±0,09 мкмоль/л (норма). На 15–21-е сут после применения стимулирующих препаратов его содержание не имело значимых изменений, а к 26-м сут повысилось и было 12,4±0,17 мкмоль/л, что было больше первоначального значения на 37,7%, р 0,05 и соответствовало нижней границе нормы.
В крови свиноматок 4-й (контроль) группы на 1-е сут после родов количество витамина С составило 9,0±0,08 мкмоль/л. На 15–21-е сут отмечена тенденция незначительного повышения его концентрации, а к 26-м сут (5-е сут после отъема поросят) она составила 7,9±0,02 мкмоль/л, что было меньше (на 12,2%, р 0,05) и было ниже нормы на 22,0%.
Количество витамина С в 4-й (контроль) группе к 5-м сут после отъема поросят было меньше аналогичного в 3-й группе на 38,9%, p 0,001, во 2-й группе – 13,9%, р 0,01 и 1-й группе – 17,5%, p 0,001.
Таким образом, изменения процессов метаболизма в организме свиноматок исследуемых групп показали, что содержание витамина А в сыворотке крови на протяжении всего периода исследований у всех животных было ниже нормы. Снижение от первоначального значения (на 1-е сут после родов) к 26-м сут (5-е сут после отъема) составило: в 1-й группе – в 1,6 раза; во 2-й – в 4 раза; в 4-й (контроль) – в 4 раза, а в 3-й группе, наоборот, отмечена тенденция повышения концентрации витамина А в 1,3 раза. Отмеченная положительная динамика витамина А в крови свиноматок 3-й группы очевидно свидетельствует о повышении активности каротиндиоксигеназы и увеличении синтеза витамина А из каротина корма в кишечнике или поступлении его из печени, что отражает биокорригирующее и (или) гепатопротекторное влияние гамавита.Концентрация витамина Е, которая была изначально (1-е сут после родов) ниже нормы во всех группах в среднем в 5 раз. В дальнейшем к 5-м сут после отъема концентрация витамина Е повышалась во всех группах, но в 1, 2, 3-й группах это повышение составило, соответственно, в 2,2, 2,3, 2,3 раза, а в 4-й (контроль) группе – 47,7%. Наименьшее количество витамина Е в крови свиноматок 4-й (контроль) группы к 5-м сут после отъема, очевидно, свидетельствует о функциональных нарушениях в печени животных, что замедляет усвоение токоферолов из кормов. Таким образом, в наибольшей степени увеличение концентрации витамина Е отмечено у свиноматок 2-й и 3-й группы, что характеризует биокорригирующий процессы метаболизма характер действия применяемого в эти сроки гамавита.
Количество витамина С на 1-е сут после родов было ниже в среднем на 20,0,% от нормы во всех группах. В дальнейшем у свиноматок отмечено понижение к 5-м сут после отъема поросят его концентрации: 1-я группа на 10,5; 2-я – 6,7; 4-я (контроль) группа – 12,2%. Содержание витамина С в 3-й группе, наоборот, повысилось к концу исследований в 1,4 раза и соответствовало нижней границе нормы. Таким образом, можно предполагать, что отмеченное повышение концентрации витамина С у свиноматок 3-й группы способствовало повышению активности метаболизма кортикостероидов и транс-ферина и соответственно стимуляции нейроэндокринных взаимосвязей в организме животных в послеотъемный период.