Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы
1.1. Предпосылки для изучения фотобиомодулирующего действия лазерного излучения 13
1.2. Механизм действия излучения на биологические объекты 16
1.2.1. Особенности воздействия света в разных спектральных областях 17
1.3. Механизмы действия лазерного излучения на микроциркуляцию 22
1.4. Исторические аспекты фотодинамической терапии 27
1.5. Принципы фотодинамической терапии 28
1.6. Фотосенсибилизатор как основной компонент фотодинамической терапии 31
1.7. Основные механизмы фотодинамической терапии 37
1.8. Сосудистые механизмы фотодинамических эффектов 39
1.9. Основные молекулярные мишени в сосудистых эффектах фотодинамической терапии 42
Глава 2. Материал и методы исследования
2.1. Экспериментальные животные 44
2.2. Исследуемые фотосенсибилизаторы 44
2.3. Источники лазерного излучения 46
2.3.1. Расчет плотности энергии излучения 47
2.4. Исследование микроциркуляции в брыжейке тонкой кишки крыс 47
2.4.1. Дизайн исследования 50
2.4.2. Введение фотосенсибилизаторов и параметры лазерного воздействия 52
2.5. Исследование микроциркуляции в коже у крыс 53
2.5.1. Дизайн исследования 54
2.5.2. Исследование кровотока в коже при локальном нагреве 55
2.6. Влияние фотосенсибилизаторов и фотодинамического воздействия на АДФ-индуцированную агрегацию тромбоцитов in vitro 57
2.7. Влияния фотодинамической модификации крови у крыс на АДФ индуцированную агрегацию тромбоцитов 60
2.8. Статистическая обработка данных 61
Глава 3. Результаты исследований
3.1. Исследование микроциркуляции в брыжейке тонкой кишки крыс 62
3.1.1. Скорость кровотока у интактных крыс 62
3.1.2. Влияние фотосенсибилизаторов на скорость кровотока в венулах брыжейки тонкой кишки крыс 64
3.1.3. Влияние лазерного излучения на скорость кровотока в венулах брыжейки тонкой кишки крыс 66
3.1.4. Влияние активированных светом фотосенсибилизаторов на скорость кровотока в венулах брыжейки тонкой кишки крыс 69
3.1.4.1. Влияние фотоактивированного бенгальского розового на скорость кровотока 69
3.1.4.2. Влияние фотоактивированного копропорфирина на скорость кровотока 71
3.1.4.3. Влияние фотоактивированного радахлорина на скорость кровотока 73
3.2. Исследование микроциркуляции кожи крыс 78
3.2.1. Исследование микроциркуляции кожи у интактных животных 78
3.2.2. Влияние фотосенсибилизатора на кровоток в коже крыс 79
3.2.3. Влияние лазерного облучения на кровоток в коже крыс 81
3.2.4. Исследование кровотока в коже при локальном нагреве 86
3.2.5. Влияние фотоактивированных фотосенсибилизаторов на кровоток в коже крыс 91
3.3. Влияние фотосенсибилизаторов и фотодинамического воздействия на АДФ-индуцированную агрегацию тромбоцитов в опытах in vitro 98
3.3.1. Влияние фотосенсибилизаторов на АДФ-индуцированную агрегацию тромбоцитов 98
3.3.2. Влияние лазерного облучения на агрегационную активность тромбоцитов 105
3.3.3. Влияние фотодинамического воздействия на агрегационную активность тромбоцитов 110
3.4. Влияние фотодинамической модификации крови на АДФ индуцированную агрегацию тромбоцитов 120
4. Обсуждение 127
5. Выводы 136
6. Список литературы 137
- Особенности воздействия света в разных спектральных областях
- Фотосенсибилизатор как основной компонент фотодинамической терапии
- Влияние фотоактивированного радахлорина на скорость кровотока
- Влияние фотодинамической модификации крови на АДФ индуцированную агрегацию тромбоцитов
Особенности воздействия света в разных спектральных областях
В УФ области излучение, в основном, поглощается молекулами нуклеиновых кислот и аминокислот (триптофан, тирозин, фенилаланин, цистин и др.), фосфолипидами. При поглощении света в диапазоне 200–300 нм нуклеиновыми кислотами может происходить разрыв колец азотистых оснований (Maverakis et al., 2010).
В работах Ю.А. Владимирова показано, что в механизме действия УФ излучения на аминокислоты можно выделить несколько стадий:
1. В результате поглощения света, молекула аминокислоты переходит в возбужденное состояние и может произойти люминесценция;
2. Возбужденная молекула является неустойчивой и распадается на электрон и ион-радикал. Электрон захватывается другими молекулами, а ион-радикал распадается на свободный радикал и протон;
3. Свободный радикал аминокислоты может взаимодействовать с кислородом и образовывать перекисный радикал, а может взаимодействовать с соседними звеньями цепи белковой молекулы и менять конфигурацию белковой молекулы. Протон может образовывать аммиак и радикалы аминокислот, в результате чего может происходить разрушение звеньев белковой молекулы.
4. Все образованные радикалы аминокислот взаимодействуют с различными веществами и запускают сигнальные пути.
Данные молекулярные механизмы биологического действия УФ-излучения являются универсальными для любой клетки, содержащей хромофоры в этом спектральном диапазоне.
Примером селективного биологического эффекта действия УФ (270–315 нм) является преобразование в организме прекальциферолов, из которых образуется витамин D и окисление восстановленной формы изофермента никотинамидадениндинуклеотида (НАДН) в диапазоне 330–370 нм (Генина, 2012). Таким образом, по современным представлениям реализация биологических эффектов действия УФ связаны с изменением структуры ДНК и других макромолекул, фотоинактивации белков и повреждением биомембран.
Специфическими фотоакцепторами синего света (380–500 нм) являются криптохромы (Сhaves et al, 2011), которые содержат флавинадениндинуклеотид (FAD) и метилентетрагидрофолат (MTHF). Спектр поглощения FAD приходится на диапазон 370–430 нм, MTHF — 440–460 нм. Первичным хромофором в криптохромах является птерин (Sezgin et al., 2003). Поглощение кванта света в синей области спектра птерином переводит его в возбуждение состояние. Энергия передается на молекулу FAD, приводя ее к одноэлектронному фотовосстановлению, в результате чего образуется анион-радикала FADН . FADН форма криптохрома является активной, вызывающей физиологический ответ на синий свет. Исследования клеток различных животных и растений показали, что криптохром играет ключевую роль в циркадных ритмах (Liu et al., 2010).
Примером селективного действия света в синей области спектра является внутримолекулярная перегруппировка связей (фотоизомеризация) в молекуле билирубина и превращение его в гидрофильную форму, что используется в фототерапии при лечении желтухи новорожденных (Панина и др., 2014).
Фотоакцепторами сине-зеленого спектра являются флавопротеины, в том числе такие митохондриальные ферменты, как ацил-КоА-дегидрогеназа, флавинтранспортирующий белок, оксидоредуктаза и др., играющие важную роль в биоэнергетических процессах. Эти белки имеют основные пики поглощения (=350–500 нм) и опосредуют широкий спектр таких биологических процессов, как биолюминесценция, стресс-индуцированное образование свободных радикалов, репарация рибонуклеиновой кислоты (РНК), контроль апоптоза (Eichler et al., 2005; Anwer et al., 2012). Несмотря на то, что синий, зеленый и желтый свет могут оказывать значительное влияние на клетки, использование этого диапазона длин волн в фототерапии ограничено малой проникающей способностью через биологические ткани (рис. 1). Наиболее эффективными диапазоном длин волн для этого является красный и инфракрасный, что связано с оптическими свойствами тканей (Tuchin, 2015; Ash et al., 2017).
Основными хромофорами в красной и ближней ИК области спектра являются порфирины и гемсодержащие ферменты (цитохром С оксидаза, супероксиддисмутаза, гуанилатциклаза, NO-синтаза, гемоглобин (Горбатенкова и др., 1989; Бриль и др., 1997; Karu, 1999; Lohr et al, 2009). Порфирины, поглощая энергию света в красном, впрочем, как и в сине-зеленом диапазоне, индуцируют биологические реакции при участии активных форм кислорода (АФК), что приведет к перекисному окислению липидов в мембранах клеток, увеличению их проницаемости, увеличению содержания внутриклеточного Са2+, увеличением синтеза оксида азота и последующему росту уровня функциональной активности клетки. При высоких концентрациях целевого хромофора возможна чрезмерное поступление Са2+ в клетку, что приводит к подавлению функции клеток (Клебанов, 2001; Lavi et al., 2003).
Молярный коэффициент поглощения порфиринов в синей и зелёной областях больше, чем в красной, поэтому для появления терапевтических эффектов в красной области спектра требуются большие дозы облучения (Мачнева и др., 2013).
Возбуждение цитохром-С-оксидазы в красной и ИК области, вызывает увеличение электрохимического протонного градиента, ведущего к увеличению синтеза АТФ и другие изменений (Кару, 2005; Prindeze et al., 2012). Оксид азота, вырабатываемый митохондриями, может подавлять клеточное дыхание, связываясь с цитохром-С, вытесняя кислород в условиях стресса или гипоксии (Brown et al., 2001). Увеличение концентрации NO отмечалось в клеточных культурах после лазерного облучения как результат высвобождения из связывающих центров цитохром-С и связывания последних с кислородом, восстанавливая таким образом клеточное дыхание, подавленное избыточным содержанием связанного NO.
Основным фотоакцептором света инфракрасного диапазона является молекулярный кислород, максимум поглощения на длине волны 1264 нм (Захаров С.Д., 1999). В результате поглощения фотона молекулярный кислород переходит в очень короткоживущий, но с чрезвычайно высокой реакционной способностью синглетный кислород 1О2. Синглетный кислород 1О2, генерируемый в результате фотовозбуждения О2 вносит существенный вклад в биоэффекты (Hamblin et al., 2006; Chung et al., 2012). Еще одним фотоакцептором инфракрасного диапазона длин волн (1,44; 2,94; 10,6 мкм) является вода (Захаров и др., 1989; Maegawa et al., 2000; Клебанов, 2001). Она находится в организме в состоянии непрерывных микрофазных гельзольных переходов. Авторы считают, что НИЛИ изменяет ее «кластерную» структуру, в результате чего изменяются гидрофобные взаимодействия белков, а, следовательно, и процессы, в которых эти белки участвуют (меняется рН, электропроводность воды, степень растворимости в ней кислорода).
Фотосенсибилизатор как основной компонент фотодинамической терапии
В клинической практике применяются различные ФС (Allison et al., 2004; Castano et al.; 2004; 2005; Узденский, 2010; Bullous et al., 2011; Abrahamse et al., 2016), которые условно можно разделить на группы:
1) на основе порфирина —гематопорфирин и его производные;
2) хлорофилл-основанные — хлорины, пурпурины, бактериохлорины;
3) красители и фталоцианины;
4) сложные конъюгаты ФС с различными системами доставки препарата, например, с антителами опухолевых маркеров или с магнитными наночастицами. ФС различных групп отличаются по целому ряду физических и химических характеристик, влияющими на фотодинамическую эффективность: молярный коэффициент экстинкции (ех), квантовый выход флуоресценции (Фґ), квантовый выход синглетного кислорода (ФА), растворимость в воде и т.д. (табл. 1).
Как видно из табл. 1, физико-химические свойства различных ФС существенно отличаются, что, по всей видимости, является причиной их разной фотодинамической активности. Так, гидрофобные ФС неудобны с точки зрения получения готовых лекарственных форм. Кроме того, такие препараты дольше задерживаются в организме (от 2 недель до нескольких месяцев), что обуславливает повышенную чувствительность кожи к свету (Решетников А.В., 1999). Одним из главных параметров ФС, применяемых в ФДТ, должно быть сочетание в одном и том же соединении способности к эффективной флуоресценции (для осуществления диагностики опухоли) со свойством эффективной генерации активных форм кислорода (для осуществления терапии). Главной внутриклеточной мишенью катионных ФС (порфирины и фталоцианины) являются митохондрии и поэтому такие ФС характеризуются более высокой фотосенсибилизирующей способностью. Для анионных ФС дополнительным барьером служит отрицательный заряд клеточной поверхности, поэтому попадают в цитоплазму главным образом путем эндоцитоза (Узденский А.Б., 2016).
Наибольшее количество препаратов, используемые в клинике, это производные порфиринов или имеют в своем составе порфириновую структуру (De Annunzio et al, 2019). Порфирины участвуют в важнейших биологических, биохимических, фотохимических и ферментативных процессах в живых организмах, таких как фотосинтез, образование энергии, транспорт кислорода (Bonnett, 1995). Они входят в состав гемоглобина, цитохромов, ферментов (каталаза, пероксидаза и др.). Так как эндогенные порфирины обладают фотосенсибилизирующей активностью, то это стало предпосылкой к синтезу порфиринов для применения их в диагностике и лечения различных заболеваний. Порфирины самые первые фотосенсибилизаторы, которые вошли в клиническую практику. Одними из представителей ФС на основе порфиринов - Фотофрин (США), Фотосан (Германия). Российский аналог - Фотогем (Миронов и др., 1996). На эффективность данных препаратов влияет агрегация порфиринов в воде, так как агрегированные молекулы фотохимически неактивны, но более липофильны и лучше проникают в клеточные мембраны (Узденский, 2010). HpD обладают невысоким пиком поглощения вблизи 630 нм и обладают относительно низким коэффициентом молярной экстинкции 3,5-103 М -1 см-1 (Fernandez et al, 1997). Кроме того, препараты этой группы имеют большой период полувыведения из организма - 4-6 недель, что заставляет придерживаться темнового режима в течение всего этого времени. Положительно заряженные порфириновые ФС накапливаются в митохондриях, деструкция которых приводит к нарушению процессов окислительного фосфорилирования, гликолиза и падению уровня АТФ (Castano et al., 2004).
Среди ФС порфириновой группы, которые применяются для ФДТ в эксперименте, известен также Копропорфирин III. Он имеет несколько пиков поглощения на 501; 535; 556; 623 нм (Belousova et al., 2013). Раствор копропорфирина III содержит ионизированные карбоксильные группы, что должно способствовать к высокой селективности накопления в нормальных и в патологических клетках, поскольку для порфиринов селективность возрастает с увеличением полярности боковых заместителей, а наилучший эффект достигается именно для порфиринов с ионизированными функциональными группами (-NH3+ или -COO- ).
В начале 80-х годов уже велась работа по созданию ФС, улучшенных по сравнению с HpD и его аналогами. Так появились ФС второго поколения и первое упоминание об использовании производных хлоринового ряда для ФДТ — производных феофорбида А, относят к 1984 г. ФС хлоринового ряда обладают интенсивной полосой поглощения в диапазоне 660–670 нм, что позволяет воздействовать на этот ФС в тканях на глубину 5–8 мм и снизить поглощение света гемоглобином крови (Stranadko et al., 2000). Помимо этого, они быстро выводятся из организма – 24–48 часов, что сокращает период соблюдения темнового режима. Хлориновые фотосенсибилизаторы получаются двумя путями: модификацией хлорофилла, получаемого из растительного сырья, и химическим синтезом. Важным производным хлорофилла является хлорин е6. Исходным сырьем для его производства является микроводоросль — Spirulina platensis. Первые результаты использования хлорина е6 как ФС опубликованы в исследовании Spikes в 1990. На сегодняшний день широко применяются в практике такие производные хлоринового ряда ФС как Фотодитазин (ООО «Вета-Гранд», Россия), Радахлорин (Рада-Фарма, Россия), Фотолон (РУП «Белмедпрепараты», Белоруссия) Фоторан Е6 (ООО «Ранфарма», Россия), Фоскан («ВюШес Ав», Германия). Радахлорин, согласно данным А. В. Решетникова, относится к амфифильным веществам, следовательно легко проникают в биомембрану благодаря своей липофильной части и легко выходит в цитозоль и встраивается в мембраны цитоплазматических органелл за счет гидрофильной части.
Рядом авторов было показано, что неполярные производные хлорина е6, такие как диметиловый эфир хлорина е6 (ДМЭ) и триметиловый эфир хлорина е6 (ТМЭ), являются эффективными ФС (Савицкий, 2008; Зорина и др., 2012), но практически не растворимы в воде, что затрудняет их введение. Агрегация производных хлорина е6 (Хл е6) в водной среде значительно снижает их фотосенсибилизирующую активность, а также существенно изменяет фармакокинетику. Решение данных проблем возможно с помощью различных наноразмерных систем доставки неполярных лекарственных препаратов (Соснов и др., 2008). Использование липосомальных систем доставки позволяет не только предотвратить процессы агрегации ФС, но и улучшить их фотосенсибилизирующие свойства. Они нетоксичны, биоразлагаемы и их мембрана может сливаться с мембранами клетки, приводя к более эффективной внутриклеточной локализации ФС.
Влияние фотоактивированного радахлорина на скорость кровотока
В группе облучения на фоне предварительно введенного РХ (5 мг/кг) исходные значения скорости кровотока составляли 4328 (4164–5329) мкм/с. Фотоактивация лазерным светом (662 нм; 0,11 Вт/см2; 5 мин; 33,4 Дж/см2) РХ приводила к снижению скорости кровотока в 2 раза уже после второй минуты облучения (р 0,01), что соответствует 13,2 Дж/см2. Полная остановка кровотока происходила во всех экспериментах, когда доза облучения составила 20 Дж/см2, то есть до окончания процесса облучения, восстановления не зарегистрировано (рис. 20).
Значения коэффициента вариации после минутного лазерного воздействия резко увеличилось до 25,41 % (р 0,05 по сравнению с контролем). Через 2 мин облучения – 42,07 %, к 3 минуте составил – 69,25 % (р 0,01 по сравнению с контролем).
В процессе наблюдения за изменениями при облучении в венулах с предварительным введением РХ, было установлено, что, спустя непродолжительный латентный период (40–60 с), происходит нарушение структуры потока крови в сосудах не только в зоне облучения, но и в соседних участках, что приводит к стремительной остановке кровотока еще во время фотоактивации РХ (рис. 21). Восстановление кровотока не наблюдались ни в одном эксперименте.
Таким образом, при локальном облучении венул на фоне введения РХ замедление скорости кровотока более чем на 50 % было зарегистрированно уже на второй минуте облучения, полная остановка кровотока наблюдалась еще до конца периода облучения. Восстановления кровотока не происходило ни в одном из опытов.
Как видно из рис. 22, дозы лазерного облучения, равные 12–20 Дж/см2 в группе опытов с РХ вызывают стремительные изменения скорости кровотока вплоть до полной остановки, в то время как в опытах с другими ФС при наборе такой же дозы скорость кровотока значимо еще не отличалась от исходных значений.
Самый короткий латентный период наблюдался в опытах с РХ, уже на 2 мин облучения регистрировали снижение скорости кровотока на 54,1 % (табл. 3). К этому времени значение плотности энергии составляло 13,2 Дж/см2.
Самый продолжительный латентный период наблюдался в опытах с КП, снижение кровотока наблюдали на 4-мин лазерной экспозиции, что соответствует 24 Дж/см2. Полная остановка кровотока наблюдалась к концу периода наблюдения только в части экспериментов.
В опытах с БР латентный период был 3 мин, а энергетическая экспозиция составила 21,6 Дж/см2, то есть первые значимые изменения происходили при таких же значениях, что и в опытах с КП.
В опытах с активированными фотосенсибилизаторами замедление кровотока в венулах вплоть до полной остановки происходило на фоне нарушения суспензионной стабильности крови — внутрисосудистая агрегация клеток крови, образование сладжей, формирования тромба. Степень выраженности этих изменений и скорость их развития зависели от исследуемого фотосенсибилизатора.
Таким образом, в опытах с РХ кровоток замедлился практически сразу после начала облучения (очень короткий латентный период) и полностью прекратился через 3 мин облучения. К этому времени суммарная плотность энергии составляла 20 Дж/см2, в опытах с КП и БР при той же набранной дозе только начиналось замедление скорости кровотока (рис.22).
Влияние фотодинамической модификации крови на АДФ индуцированную агрегацию тромбоцитов
Одной из причин нарушения микроциркуляции при фотодинамическом воздействии является тромбоз сосудов в зоне облучения. Доказано, что активные формы кислорода, образующиеся в результате фотохимических реакций, вызывают повреждение эндотелия, что способствует выделению индукторов агрегации и адгезии тромбоцитов (Fingar et al., 1990; Inamo et al., 1996; Senge et al., 2013). Некоторые исследователи не исключают возможность прямой активации циркулирующих тромбоцитов в процессе проведения фотодинамической терапии (Zhou, 1989; Fingar et al., 1997). В опытах in vitro установлено, что ФС сами по себе без облучения ингибируют агрегацию тромбоцитов, а их фотоактивация усиливает этот эффект (Zieve et al., 1966; Самаль и др., 1991; Park et al., 2013).
В литературе имеются данные о том, что внутривенное или надсосудистое лазерное облучение крови после предварительного внутривенного введения ФС оказывает влияние на циркулирующие опухолевые клетки (Гельфонд и др., 2005; Каплан и др., 2014; Качалова и др., 2016). Такое воздействие получило название фотодинамическая модификация крови. Можно предположить, что тромбоцитах, находящиеся в крови в зоне облучения, развиваются фотохимические процессы, влияющие на их функциональное состояние.
В наших исследованиях фотодинамическое воздействие на циркулирующую кровь осуществлялось путем облучения бедренной артерии у крыс на фоне предварительного введения исследуемых ФС. Верификация фотодинамического эффекта определялась по изменению показателей кровотока в бедренной артерии методом ультразвуковой допплерографии " Минимакс-Доплер " в облучаемом участке сосуда.
В первой группе из этой серии опытов ненаркотизированным крысам в хвостовую вену вводили ФС в концентрации, которая использовалась в исследованиях кровотока в брыжейке тонкой кишки и коже крыс.
Как видно из табл. 19 через час после внутривенного введения БР (17 мг/кг) не происходило значимого изменения интенсивности агрегации тромбоцитов, однако изменились хронометрические показатели агрегации: время достижения МА происходило быстрее на 20,7 % по сравнению с контролем (р 0,01).
Через 3 часа после внутривенного введения КП (10 мг/кг) крысам отмечалось значимое снижение интенсивности агрегации тромбоцитов (на 16,7 %) (р 0,01). Время достижения МА уменьшилось на 21,5 % (р 0,01).
Через 3 часа после внутривенного введения РХ (5 мг/кг) интенсивность агрегации значимо увеличилась (на 25,9 %), а скорость дезагрегации значимо уменьшилась на 29 %, то есть процесс дезагрегации замедлился (р 0,01).
Таким образом, длительное контактирование циркулирующих тромбоцитов с ФС оказывало влияние на их функциональную активность, но в меньшей степени, чем в опытах in vitro. Под влиянием КП и БР агрегационная активность немного снизилась, а в опытах с РХ отмечено увеличение интенсивности агрегации тромбоцитов и снижение скорости дезагрегации.
В следующей серии опытов была изучена агрегационная активность тромбоцитов после облучения бедренной артерии у крыс без предварительного введения ФС. В процессе лазерного воздействия на артерию облучалась и протекающая по ней кровь — фотомодификация крови.
Лазерное облучение бедренной артерии проводилось на длине волны 532 нм (1,9 Вт/см2; 30 мин; 3 420 Дж/см2), а также 635 и 662 нм (3,2 Вт/см2; 15 мин; 2 880 Дж/см2). Разница в экспозиции было связана с тем, что минимальная плотность мощности источников излучения в красном диапазоне длин волн была выше, чем у зеленого лазера, следовательно, более длительное время воздействия привело бы к существенному увеличению конечной плотности энергии.
Действие зеленого лазера не приводило к образованию тромба в месте воздействия. Исследование агрегационной активности тромбоцитов проводилось сразу после завершения облучения и значимых изменений функциональной активности тромбоцитов не выявлено.
Лазерное воздействие в красном диапазоне длин волн увеличило интенсивность агрегации тромбоцитов: при облучении 635 нм на 16,7 %, а при облучении 662 нм на 12,9 % (р 0,05). При облучении 635 нм наблюдалось ускорение процесса агрегации тромбоцитов (табл. 20).
Таким образом, облучение бедренной артерии, сопровождающееся фотомодификацией крови, приводило к стимуляции агрегации тромбоцитов только в красном диапазоне длин волн.
Далее изучили влияние фотодинамической модификации крови на АДФ-индуцированную агрегацию тромбоцитов.
В опытах с БР лазерное облучение бедренной артерии проводилось через час послее внутривенного введения БР (17 мг/кг) и продолжалось 30 мин. Во всех опытах после облучения регистрировали прекращение кровотока в месте облучения. В конце облучения осуществляли забор крови и проводили исследование агрегационной активности тромбоцитов.
Фотоактивация БР приводила к увеличению интенсивности агрегации тромбоцитов на 24 % по сравнению с конрольной группой, и на 39,6 % по сравнению с группой без фотоактивации БР (р 0,01). Происходило ускорение процесса агрегации на 36,6 % по сравнению с контрольной группой и на 27,3 % по сравнению с группой без фотоактивации БР (р 0,05) (табл. 21).