Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 12
1.1. Введение 12
1.2. Основные патологические факторы сахарного диабета 14
1.3. Моделирование сахарного диабета 16
1.3.1 Стрептозотоциновые модели сахарного диабета 1 типа 16
1.3.2 Аллоксановая модель сахарного диабета 20
1.3.3. Склонные к развитию диабета линии грызунов 21
1.3.4. Нейропатия в моделях сахарного диабета 21
1.5. Репарация кожи в норме и при сахарном диабете 23
1.5.1. Физиология репарации кожного покрова 23
1.5.2. Влияние сахарного диабета на состояние кожного покрова 29
1.5.3. Влияние гипергликемии на заживление раны 31
1.5.4. Молекулярно-клеточные изменения в коже при сахарном диабете 33
1.5.5. Изменение фенотипов кератиноцитов при сахарном диабете 34
1.5.6. Влияние нервной системы на заживление ран и роль нейропатии в нарушении репарации кожи при сахарном диабете 35
1.6. Нейропатия при сахарном диабете 38
1.6.1. Патогенез диабетической нейропатии 39
1.6.2. Автономная нейропатия 43
1.6.3. Вариабельность ритма сердца и сахарный диабет 45
1.6.4. Диабетическая ретинопатия 47
1.7. Заключение 50
Глава 2. Материалы и методы исследования 51
2.1. Содержание животных 51
2.2. Наркоз и дополнительная медикаментация 51
2.3. Протоколы исследования 51
2.4. Оценка параметров ВРС 54
2.5. Офтальмоскопическое и электроретинографическое исследование 57
2.6. Гистологическая обработка образцов кожи 59
2.7. Статистическая обработка результатов 61
Глава 3. Результаты исследования 63
3.1. Предварительный эксперимент 63
3.2. Основный эксперимент. Общее состояние животных 63
3.3. Оценка состояния периферической нервной системы 67
3.3.1. Измерение болевой чувствительности 67
3.3.2. Оценка вариабельности ритма сердца 67
3.3.3. Оценка состояния ВНС на 42-е сутки после инъекции крысам ЦБ или стрептозотоцина в ЦБ 70
3.3.4. Исследование реакции на ХП на разные сроки опыта у крыс группы ЦБ и животных с СД 3.4. Результаты офтальмоскопического и ретинографического исследования 73
3.5. Динамика ранозаживления 76
3.5.1. Общая визуальная оценка процесса ранозаживления 79
3.6. Результаты патоморфологической оценки препаратов кожи крыс 82
3.7. Результаты иммуногистохимического исследования 87
3.7.1. Окрашивание антителами к цитокератину 10 88
3.7.2. Окрашивание антителами к цитокератину 17 89
3.7.3. Окрашивание антителами к 2-адренорецепторам 91
3.7.4. Окрашивание антителами к никотиновым ацетилхолиновым рецепторам. 93
Глава 4. Обсуждение результатов 96
4.1. Гипергликемия как ключевой фактор модели 96
4.2. Проявления нейропатии 100
4.3. Изменение механизмов заживления ран 104
4.4. Влияние диабетической нейропатии на репарацию кожи 106
4.5. Перспективы клинического применения результатов исследования 108
Заключение 110
Выводы 112
Практические рекомендации 113
Перспективы дальнейшей разработки темы 114
Благодарности 115
Список сокращений 116
Список литературы 119
- Стрептозотоциновые модели сахарного диабета 1 типа
- Диабетическая ретинопатия
- Результаты патоморфологической оценки препаратов кожи крыс
- Проявления нейропатии
Стрептозотоциновые модели сахарного диабета 1 типа
Стрептозотоцин (СТЗ) – антибиотик, обладающей селективным токсическим действием по отношению к -клеткам поджелудочной железы. Он является аналогом нитрозомочевины с остатком молекулы гексозы, который позволяет стрептозотоцину проникать в клетки через транспортер ГЛЮТ2 (В.Б. Писарев и др. 2009). Основное повреждающее действие он оказывает на -клетки поджелудочной железы, однако также страдают гепатоциты и клетки почечных канальцев, экспрессирующие этот переносчик (Ю.Р. Согуйко, Ю.Я. Кривко, Е.Н. Крикун 2013). Токсическое действие СТЗ связано с его алкилирующими свойствами по отношению к ДНК и индукцией синтеза свободных радикалов (S. Lenzen 2008). Однократная инъекция стрептозотоцина приводит к гибели значительного количества -клеток, в результате чего развивается стойкая и длительная гипергликемия. При этом метаболические и аутоиммунные факторы не оказывают влияния на течение заболевания (Л.А. Можейко, Н.К. Соколов 2014; А.В. Смирнов и др. 2015). После введения стрептозотоцина уже в первые 2–4 часа концентрация глюкозы в крови растет на фоне снижения количества инсулина. 17 клетки микроскопически характеризуются вакуолизацией, дилатацией ЭПР, уменьшением количества гранул и набуханием митохондрий. Через 4–8 часов после инъекции можно наблюдать гипогликемию. В некоторых случаях она может быть столь тяжелой, что наступает летальный исход из-за истощения запасов гликогена. Действие токсина вызывает массовое вымывание инсулина из гранул -клеток, в результате чего и происходит гипогликемия. Через 12–48 часов после введения стрептозотоцина наступает длительная устойчивая гипергликемия, связанная с необратимой гибелью -клеток (S. Lenzen 2008). Эффект стрептозотоцина зависит от дозировки. У крыс введение до 40 мг/кг вещества вызывает спонтанно обратимую гипергликемию, введение 50 мг/кг – 60 мг/кг – стабильную гипергликемию, которая может быть вылечена коротким курсом инсулина, дозы выше 60 мг/кг вызывают необратимые изменения, которые не исчезают после проведения инсулинотерапии (A. Ar Rajab, B. Ahrn 1993). -клетки островков Лангерганса крысы обладают способностью к регенерации, и умеренные дозы стрептозотоцина, таким образом, не способны вызвать сахарный диабет. Более того, повышение концентрации глюкозы на 5–10 ммоль/л способствует регенерации -клеток если большая их часть остается сохранной (Y. Cheng и др. 2017). Дозы стрептозотоцина выше 65 мг/кг вызывают сахарный диабет, не отличающийся по уровню глюкозы и инсулина в крови (G. Tancrde, S. Rousseau-Migneron, A. Nadeau 1983). В процедуре введения стрептозотоцина существует множество деталей, влияющих на стабильность вещества и, в конечном итоге, на тяжесть сахарного диабета. Значение имеют возраст животных, время суток при введении, температура и рН растворителя, длительность и температура хранения сухого вещества. Из-за этого можно предполагать, что результаты исследований, сильно выбивающихся из общей канвы, могут быть обусловлены ошибками в методике создания модели стрептозотоцинового диабета (М.А. Ковалева и др. 2004; М.А. Ковалева и др. 2018).
Во многих исследованиях после инъекции стрептозотоцина не проводится поддерживающая инсулинотерапия. При этом данные по смертности животных в значительной степени разнятся, многие авторы не указывают смертность в своих статьях, кроме того, она зависит от дозы введенного стрептозотоцина.
Концентрация глюкозы в крови животных может превышать 50 ммоль/л в течение суток, объем диуреза увеличивается многократно, животные быстро истощаются. В большинстве работ длительность экспериментального стрептозотоцинового сахарного диабета составляет от 1,5 до 3 месяцев, чего для развития отложенных осложнений сахарного диабета может быть недостаточно (A. Al-Awar и др. 2016). В нескольких исследованиях сроки наблюдения крыс со стрептозотоциновым сахарным диабетом составили от 6 до 18 месяцев, однако, к сожалению, в описывающих их статьях представлена ограниченная информация о состоянии животных на протяжении этих длительных сроков (S.A. Moore и др. 1980; E.N. Obineche и др. 2001; E.N. Su и др. 2000). В наиболее длительном эксперименте с полным дожитием крыс после введения стрептозотоцина в дозе 50 мг/кг авторы зафиксировали три фазы изменений. В первую увеличивалась и поддерживалась гипергликемия, появились первые признаки диабетических осложнений. Она продолжалась до 40 недель и сопровождалась максимальной смертностью животных в период с 28-й по 40-ю неделю. Во вторую фазу уровень глюкозы в крови медленно возвращался к нормальному значению (до 90-й недели) и в третью фазу сохранялась нормогликемия. Исследование было посвящено проявлениям ретинопатии, которая, несмотря на восстановление нормогликемии, прогрессировала у большей части животных экспериментальной группы на протяжение всей жизни (E.N. Su и др. 2000). Согласно литературным данным, даже относительно высокие дозы стрептозотоцина не приводят к полному прекращению синтеза инсулина. 50–60 мг СТЗ вызывают снижение концентрации инсулина в крови на 50%. Не известно, связан ли остаточный инсулин с выжившими -клетками или гормональной активностью диффузной эндокринной системы. Более того, через несколько месяцев после введения 65–75 мг СТЗ у крыс линий Wistar и Sprague-Dawley существенно возрастает чувствительность рецепторов к инсулину и его захват тканями мозга. При общем снижении массы на 25% в течение 3 месяцев вес почек увеличивается, а печени, сердца, простаты и яичек – уменьшается. По литературным данным концентрация холестерола и свободных жирных кислот в плазме крови при длительном течении стрептозотоцинового сахарного диабета увеличивается в среднем на 30% (A. Al-Achi, R. Greenwood 2001). H. Kojma и соавт. в 4 моделях сахарного диабета крыс и мышей обнаружили в печени, жировой ткани, селезенке, костном мозге и тимусе клетки, положительно окрашиваемые антителами к проинсулину и инсулину. В печени, жировой ткани и костном мозге мышей, у которых зеленый флуоресцентный белок был соединен с промотором гена проинсулина, флуоресцирующие клетки появлялись уже через трое суток после индукции гипергликемии. Во всех экспериментах контрольные грызуны не экспрессировали инсулин в этих органах. Трансплантация костного мозга показала, что большая часть инсулин-продуцирующих клеток происходит именно из этого органа (H. Kojima и др. 2004).
В случаях, когда введение стрептозотоцина приводит к значительной смертности, не позволяющей проследить развитие долгосрочных осложнений сахарного диабета, крысам ежедневно вводят поддерживающие инъекции инсулина. Поскольку препараты крысиного инсулина не доступны в терапевтических количествах, используется, как правило, человеческий инсулин длительного действия. Крысы реагируют на его введение, однако в силу до конца не выявленных причин им требуется значительно большая концентрация препарата. Так, в качестве терапевтических при СД 1 типа у крыс рассматривают дозы от 4 до 10 ЕД/кг, поскольку они снижают уровень глюкозы до нормальных значений (A.R. Pepper и др. 2009). Ежедневные инъекции инсулина длительного действия в дозе от 1 до 3 ЕД/кг не снижают концентрацию глюкозы до нормальной, но позволяют улучшить общее состояние животных. Например, в исследовании Z. Hajna и соавт. имплантация кассеты, выделяющей инсулин в дозе 2 ЕД/сут позволила добиться концентрации инсулина в крови сравнимой с нормальной, при этом средний уровень глюкозы составил около 30 ммоль/л и через 3-4 месяца авторы описали развитие диабетической нейропатии и диабетической ретинопатии (Z. Hajna и др. 2016). В работе M. Balakumar и соавт. введение крысам со стрептозотоциновым диабетом инсулина в дозе 2,5 ЕД/сут уже вызвало значительные изменения в течении заболевания: не развились нарушения механической и температурной чувствительности, снизилась концентрация глюкозы, за 3 месяца по сравнению с контрольной группой сформировалось меньшее количество катаракт (M. Balakumar и др. 2013).
Для более длительного и мягкого течения стрептозотоцинового сахарного диабета применяют ряд модификаций. Многократное введение низких доз СТЗ в течение нескольких дней приводит к постепенному нарастанию гипергликемии, которая менее выражена по сравнению с моделью однократного введения в высокой дозе. Также применяют совместное введение СТЗ и никотинамида. Он оказывает протективное действие на -клетки, в результате происходит гибель до 60% инсулин-продуцирующих клеток и развивающееся заболевание сходно с сахарным диабетом 2 типа, но без инсулинорезистентности (B.L. Furman 2015). Сочетание стрептозотоцина в низкой дозировке с обогащенной жирами диетой приводит к развитию умеренной гипергликемии, сочетающейся с инсулинорезистентностью (А.А. Спасов и др. 2017; S. Gheibi, K. Kashfi, A. Ghasemi 2017; S.I.R. Okoduwa и др. 2017).
Диабетическая ретинопатия
Сетчатка филогенетически близка к тканям головного мозга по своему происхождению и функциям, и происходящие с ней патологические процессы близки к развивающимся в головном мозге. С одной стороны, диабетическая ретинопатия является самостоятельным осложнением сахарного диабета, с другой – отражает изменения, происходящие в сенсорном компоненте периферической и в центральной нервной системе (И.И. Дедов, О.М. Смирнова 2008). Патогенез диабетической ретинопатии многокомпонентен. Общепризнана ключевая роль ишемии, приводящей к тяжелой гипоксии клеток сетчатки. По мере развития заболевания уменьшается как число палочек и колбочек, так и количество ганглиозных клеток и их нервных волокон (H. Ahsan 2015; T.. Wan и др. 2015). Повреждение микрососудистого русла в сетчатке глаза морфологически проявляется потерей перицитов и эндотелиальных клеток. Соотношение числа первых и вторых изменяется от 1 к 1 до 1 к 4 при диабете (J.F. Arboleda-Velasquez и др. 2015). В результате капилляры теряют прочность, формируются микроаневризмы, повышается проницаемость, происходит утечка жидкости (C. Zhang и др. 2014). Совместно с астроцитами и клетками Мюллера перициты формируют гематоофтальмический барьер, потеря которого делает нейроны уязвимыми к действию токсинов и иммунитета. Ангиопатия и нейропатии оказывают взаимное влияние друг на друга, усугубляя развития ретинопатии при сахарном диабете (T.. Wan и др. 2015).
В развитии диабетической ретинопатии участвуют все основные патологические факторы, перечисленные выше. Различные экспериментальные работы указывают на роль разных факторов в патогенезе ретинопатии (Н.В. Кресюн 2014). Гиперактивация поли-АДФ-рибозополимеразы приводит к продукции свободных радикалов в сетчатке и снижению синтеза BDNF, синаптофизина и глутаминсинтетазы (G. Mohammad, M.M. Siddiquei, A.M. Abu El-Asrar 2013). В стрептозотоциновой модели сахарного диабета через 3-4 месяца наблюдают выраженное снижение количества амакриновых и ганглионарных клеток, гибель палочек и колбочек. При этом описаны явления неоваскуляризации, связанные с длительно текущей гипоксией сетчатки (Z. Hajna и др. 2016). В нервных волокнах сетчатки, ганглионарных клетках и клетках Мюллера обнаружена высокая экспрессия альдозоредуктазы, которая обуславливает протекание полиольного пути (T. Behl, I. Kaur, A. Kotwani 2016). Высокое содержание полиненасыщенных жирных кислот делает сетчатку уязвимой к оксидативному стрессу. Взаимное действие типовых патологических факторов сахарного диабета снижает продукцию вазоактивных молекул, активирует гипоксические сигнальные каскады и увеличивает экспрессию VEGF (T. Behl, A. Kotwani 2015). Последний является ключевым звеном процесса неоваскуляризации: в условиях гипоксии образуются новые сосуды, стенки которых непрочны и склонны к разрывам. Геморрагии в сетчатке приводят к тракциям, отслойкам и отекам, что является первостепенной угрозой потери зрения (F. Semeraro и др. 2015).
В моделях сахарного диабета in vivo о развитии ретинопатии судят по изменяющимся данным электрической активности сетчатки, которую можно измерить с помощью метода электроретинографии. Этот метод имеет высокую ценность в лабораторных исследованиях, поскольку функциональное состояние зрительного анализатора трудно изучать прямыми способами. Тем не менее, он также изучен в ряде клинических исследований. Показано, что у пациентов с сахарным диабетом он высокочувствителен к развивающимся нарушениям в сетчатке и выявленные изменения на ЭРГ являются предиктором появления клинической ретинопатии через 1–3 года. У пациентов с СД 1 типа электроретинограмма может изменяться уже через 1 год после диагностики заболевания (A.J. Jenkins и др. 2015). Предшествование изменений электрической активности клиническим объяснимо, поскольку только при диффузном поражении 50% нейроретинальных путей острота зрения уменьшается (J. Cunha-Vaz, L. Ribeiro, C. Lobo 2014). Отчасти изменения ЭРГ связаны с функциональными изменениями сетчатки, что объясняет изменения осцилляторных потенциалов ЭРГ, развивающиеся уже на первой неделе после индукции экспериментального сахарного диабета. Изменения вызванных зрительных потенциалов возникают позже, по мере вовлечения нейронов в патологический процесс (K. Szabadfi и др. 2014). Через две недели после введения стрептозотоцина в высокой дозе на фоне уменьшения толщины сетчатки кроме снижения осцилляторных потенциалов уменьшаются амплитуды a- и b-волн (N. Hiramatsu и др. 2017). Хотя в ряде исследований хорошо описаны ранние изменения в электрической активности сетчатки, информации о показателях ЭРГ на длительных сроках стрептозотоцинового сахарного диабета недостаточно для взвешенного анализа (A. Ly и др. 2011; K. Shinoda и др. 2007).
Результаты патоморфологической оценки препаратов кожи крыс
В коже интактных крыс, окрашенной гематоксилином и эозином, эпидермис нормальной толщины, с четко выраженными базальным, шиповатым и зернистым слоями. В различных препаратах и их участках толщина клеточных слоев эпидермиса варьировала от 10 до 50 мкм (рисунок 18). Морфологическое исследование отдаленных от края раны участков кожи крыс в группах СД и ЦБ не выявило каких-либо явных структурных отличий по сравнению с интактным контролем.
У крыс с сахарным диабетом через 8 суток после нанесения раны ее поверхность была покрыта грануляционной тканью, интенсивно инфильтрированной воспалительными клетками, преимущественно – нейтрофилами, с толстым слоем некротических тканей на поверхности. Регенерирующий край эпидермиса уже сформировался к 8-м суткам, хотя в группе СД незначительная часть раны подвергалась реэпителизации. В группе крыс цитратного буфера процесс эпителизации протекал быстрее, кроме того, воспалительная реакция на поверхности раны была менее выражена.
На 16-е сутки у большинства крыс в группе цитратного буфера рана частично эпителизировалась, у некоторых животных процесс восстановления эпителия завершился. Под формирующимся эпителием определялась полноценная фиброзная или зрелая грануляционная ткань. В некоторых случаях можно было обнаружить тяж фиброзной ткани в центре раны, уходящий до нижних слоев дермы и соответствующий стянувшимся краям раневого дефекта. Эпидермис вокруг него был утолщен, ядра клеток шиповатого слоя – увеличены во всей его толще.
У крыс с сахарным диабетом на 16-е сутки процесс заживления был замедлен, в некоторых случаях эпителизировались только края раны. У некоторых животных вся поверхность раны была покрыта эпидермисом, толщина клеточных слоев которого в некоторых местах превышала 150 мкм.
На 24-е сутки после нанесения раны волокнистая ткань, покрытая тонким слоем эпидермиса, сформировалась у всех крыс в группе цитратного буфера и у 4 из 6 крыс в группе сахарного диабета. У животных из контрольной группы к этому сроку эпителий имел нормальную толщину, волокнистая ткань уплотнилась, однако сохранила гиперваскуляризацию. Также в ней уже не обнаруживали признаков активного воспаления.
Морфологическая картина реэпителизации раны крысы из группы ЦБ при окраске гематоксилином и эозином на 24-е сутки после повреждения. А – Эпидермис нормальной толщины, Б – волокнистая ткань с гиперваскуляризацией. Увеличение 400х. У крыс группы СД с завершившейся реэпителизацией сохранялось утолщение клеточных слоев эпидермиса с увеличенным количеством крупных ядер в шиповатом слое. Таким образом, эпидермис, образовавшийся над раневым дефектом у крыс со стрептозотоциновым сахарным диабетом к 24-м суткам, оказался по своей морфологии похож на такой же эпидермис, обнаруженный в области дефекта у крыс группы ЦБ на 16-е сутки после повреждения. При этом подлежащая дерма морфологически оказалась сходной по структуре с волокнистой тканью области репарации крыс группы ЦБ в той же временной точке.
Патоморфологическая картина состояния кожи, показанная при окрашивании гематоксилином и эозином, подтверждает данные визуальной оценки процесса заживления раны. 8-е сутки характеризуются активным первичным заживлением, рана покрыта детритом, протекают выраженные воспалительные процессы. Край раневого дефекта утолщается, запускается реэпителизация. К 16-м суткам у всех крыс в группе ЦБ и части крыс группы СД происходит сжатие раны, ее внутренняя часть уходит вглубь кожи в форме фиброзного тяжа, у части крыс происходит реэпителизация. При этом сохраняется утолщение эпидермиса за счет шиповатого слоя, ядра клеток которого увеличиваются в размерах. На 24-е сутки у части крыс из группы СД морфологическая картина повторяет таковую, описанную у крыс группы ЦБ на 16-е сутки. Эпидермис крыс подгруппы ЦБ24 имел нормальное строение и толщину, единственным отличием от обычной кожи интактных крыс была гиперваскуляризованная дерма.
Проявления нейропатии
В исследовании оценены проявления нейропатии нескольких отделов нервной системы. Как правило, в клинической практике наиболее значимыми считают проявления периферической сенсорной и моторной нейропатии, связанные с повреждением аксонов нейронов спинного мозга и периферических ганглиев (A.H. Khandoker, H.F. Jelinek, M. Palaniswami 2008; A.L. Rivera и др. 2016). В литературе можно встретить описания развития периферической нейропатии в модели стрептозотоцин-индуцированного сахарного диабета. Как правило, с течением времени развиваются сенсорная и моторная нейропатия. Сенсорную нейропатию регистрируют по изменению болевой чувствительности, моторную – по снижению скорости проведения нервных импульсов по данным электромиографии (R.E. Schmidt и др. 2004; N. Schuelert и др. 2015). Время появления нарушений периферической соматической нервной системы существенно варьирует в разных работах. В среднем можно сказать, что на 6–8-й неделе в большинстве исследований зафиксировано снижение болевой чувствительности и скорости проведения нервных импульсов. В этой работе не зафиксированы значимые изменения болевой чувствительности. В данном случае можно предположить несколько объяснений этому факту. С одной стороны, возможно, что изменения болевой чувствительности нервных окончаний хвоста не отражают общего состояния периферической нервной системы. Каудальные нервы крысы имеют достаточно большой диаметр и значимы для жизни животного, в связи с чем можно предположить, что они долгое время могут быть активны несмотря на воздействие патологических факторов. Во многих исследованиях, показавших развитие периферической нейропатии в стрептозотоциновой модели, использовали метод сжатия стопы для определения болевой чувствительности, и задействованные в нем нервные окончания могут быть более чувствительны к гипергликемии (G.J. Biessels и др. 2014). С другой стороны, можно предположить, что в нашем варианте стрептозотоциновой модели изменения болевой чувствительности не развились. В пользу этой гипотезы говорит тот факт, что по видимым признакам хвосты крыс в экспериментальной группе подверглись значительному ишемическому повреждению с многочисленными признаками некроза и несколькими случаями аутоампутации. Таким образом, хвост крысы оказался зоной значительного ишемического повреждения. Несмотря на это мы не обнаружили значимых отклонений болевой чувствительности ни в одной из точек измерения. Наиболее вероятный вывод из этого – изолированная гипергликемия не вызывает повреждения периферических сенсорных нервов температурной чувствительности в использованной нами модели стрептозотоцин индуцированного сахарного диабета. Также развившиеся изменения могли быть слабыми по амплитуде, в результате чего не были обнаружены из-за ошибки метода.
Анализируя результаты измерения вариабельности сердечного ритма, записанной до эксперимента, на 42-е сутки и в конечных точках, можно прийти к выводу, что в стрептозотоциновой модели сахарного диабета развивается выраженная автономная нейропатия. У крыс в экспериментальной группе значительно уменьшились все параметры общей вариабельности ритма сердца, что свидетельствует о нарушении механизмов регуляции, и может быть связано с повреждениями нейронов ВНС или их аксонов, а также может быть обусловлено выраженными метаболическими нарушениями, затрагивающими работу кардиомиоцитов. Кроме того, в группе СД ЧСС на 42-е сутки в среднем уменьшилась на 26%. Анализ других показателей ВРС показал, что преимущественно от гипергликемии страдает симпатический отдел нервной системы. Не все показатели активности СНС изменялись одновременно, что, однако, является нормальным для оценки ВРС, поскольку параметры временного и спектрального доменов обладают различной чувствительностью и, кроме того, находятся под влиянием сразу нескольких факторов. Наиболее чувствительный показатель баланса между активностью симпатической и парасимпатической нервной системы – отношение низкочастотной и высокочастотной частей спектра ВРС (LF/HF). Снижение этого показателя указывает на изменение баланса между двумя отделами ВНС, что может происходить и при сниженной, и при нормальной, и при повышенной общей активности ВНС. Поскольку показатели общей ВРС оказались в значительной степени снижены у крыс в экспериментальной группе, можно заключить, что активность симпатической нервной системы значительно снижена, в то время как активность парасимпатической, скорее всего, также понизилась, но в меньшей степени. Кроме того, на снижение активности СНС указывает уменьшение параметра SDAvgHR на 30–62%. Помимо непосредственно уменьшения активности симпатической нервной системы оказалась нарушена реакция крыс на стрессовые раздражители. Для оценки этой реакции крыс на 10 минут высаживали на снег, после чего фиксировали изменения ВРС. Нормальный ответ у крыс в контрольной группе реализовался повышением показателя pNN3, чего не наблюдали у крыс диабетиков, у которых уменьшилась низкочастотная компонента спектра ВРС, интерпретируемая как показатель активности СНС. Литературные данные подтверждают, что развитие стрептозотоцинового сахарного диабета связано с нарушениями вариабельности ритма сердца и другими проявлениями нейропатии (Y. Xuan, Y. Wang, M. Xue 2015). При длительно текущем сахарном диабете показатели ВРС снижаются до минимальных значений, при этом детальные исследования диабетической кардиомиопатии выявили, что эти явления сопровождаются снижением плотности адренэргических рецепторов кардиомиоцитов и деградацией симпатических нервных окончаний (C.L. Stables, R.L. Glasser, E.L. Feldman 2013; F. Tessari и др. 2008). Различные исследования указывают на то, что при сахарном диабете нарушается автономная иннервация многих периферических органов, в том числе и кожи, значит нарушения ВРС могут коррелировать с системными изменениями состояния вегетативной нервной системы (A.J.M. Boulton 2014).
Третий исследованный отдел нервной системы - сетчатка глаза. По своему происхождению и клеточному строению сетчатка глаза приближена к центральной нервной системе и отличается от других рецепторных аппаратов. Отчасти изменения в сетчатке коррелируют с изменениями в ЦНС, хотя обычно их рассматривают как полностью отдельный вид осложнений СД в связи с особым клиническим значением (A. Ebneter, M.S. Zinkernagel 2016; D.S. Fong и др. 2004). Механизмы развития диабетической ретинопатии относительно хорошо изучены. Ведущую роль, как правило, отводят сосудистому фактору, в реализации которого гипергликемия играет ключевую роль, нейропатия считается одним из вторичных факторов (R. Frank 2015; A.M. Hendrick, M. V. Gibson, A. Kulshreshtha 2015; A.J. Jenkins и др. 2015). Полученные данные коррелируют с литературными. По результатам офтальмоскопии глазное дно крыс в экспериментальной группе имеет ярко выраженные признаки ишемии. Электроретинографические изменения сетчатки указывают на поражение внутренних слоев, преимущественно страдает проведение по горизонтальным клеткам, проявляющееся увеличением латентностей b-волн колбочкового и палочкового ответов и L-волн осцилляторных потенциалов. Признаки повреждения колбочек и палочек по данным ЭРГ отсутствовали. По данным литературы стрептозотоциновая модель сахарного диабета практически во всех исследованиях сопровождается развитием диабетической ретинопатии. В своей работе мы наблюдали изменения, которые можно охарактеризовать как преимущественно ишемические, при этом они сопровождались функциональными изменениями электрической активности внутренних слоев сетчатки. Нельзя утверждать наверняка, вызваны ли электрические изменения ишемией сетчатки или непосредственно гипергликемией. Поскольку в целом роль ишемии в формировании нейропатии не подвергается сомнению, можно предположить, что по большей части реализуется схема гипергликемия ишемия нейропатия внутренних слоев сетчатки. Преимущественное повреждение наружных слоев обосновано особенностями кровоснабжения сетчатки, кислород в которой преимущественно диффундирует из сосудов хориоидеи (T.. Wan и др. 2015b). Подводя итог, можно заключить, что в исследованной модели развилась выраженная диабетическая нейропатия с преимущественным поражением автономного отдела.