Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Обзор литературы 9-45
1.1. Моноаминовые нейромедиаторные системы и механизмы их функционирования 9-14
1.1.1. Серотонинергическая система 9-11
1.1.2. Дофаминергическая система 11-13
1.1.3. Норадренергическая система 13-
1.2. Процессинг регуляторных пептидов и их биологическая роль 14-16
1.3. Функциональное взаимодействие моноаминовых и пептидергической нейромедиаторных систем в норме и при патологиях 16-20
1.4. Нейрохимические основы депрессии 21-30
1.5. Общая характеристика и физико-химические свойства ферментов нелизосомальной локализации 30-
1.5.1. Карбоксипептидаза Е (КФ 3.4.17.10) 34-37
1.5.2. Фенилметилсульфонилфторид-ингибируемая карбоксипептидаза 38-39
1.5.3. Пептидил-дипептидаза А (КФ 3.4.15.1) 40-42
1.5.4. Лизинкарбоксипептидаза (КФ 3.4.17.3) 43-45
ГЛАВА 2. Материалы и методы исследования 46-
2.1. Материалы исследования 46
2.2. Методы исследования 47-
2.2.1. Метод введения лекарственных препаратов 47
2.2.2. Метод определения активности карбоксипептидазы Е 47 -48
2.2.3. Метод определения активности фенилметилсульфонилфторид-ингибируемой карбоксипептидазы 48
2.2.4. Метод определения активности пептидил-дипептидазы А 49
2.2.5. Метод определения активности лизинкарбоксипептидазы 49
2.2.6. Методы определения активности ферментов обмена
регуляторных пептидов in vitro з
2.2.7. Статистическая обработка результатов исследования 50
ГЛАВА 3. Результаты исследования 51-90
3.1. Влияние введения 0,2 % Твин-80 на активность ферментов обмена регуляторных пептидов 51-59
3.2. Влияние однократного введения селективных ингибиторов обратного захвата моноаминов на активность ферментов обмена регуляторных пептидов в отделах мозга и надпочечниках крыс 60-
3.2.1. Активность карбоксипептидазы Е и пептидил-дипептидазы А при введении флуоксетина 60-63
3.2.2. Активность карбоксипептидазы Е и пептидил-дипептидазы А при введении ребоксетина 64-67
3.2.3. Активность карбоксипептидазы Е и пептидил-дипептидазы А при введении бупропиона 67-71
3.2.4. Активность фенилметилсульфонилфторид-ингибируемой карбоксипептидазы при введении флуоксетина, ребоксетина, бупропиона 71-72
3.3. Влияние системного введения селективных ингибиторов обратного захвата моноаминов на активность ферментов обмена регуляторных пептидов в отделах мозга и надпочечниках крыс 72-83
3.3.1. Активность карбоксипептидазы Е и пептидил-дипептидазы А при введении флуоксетина 72-75
3.3.2. Активность карбоксипептидазы Е и пептидил-дипептидазы А при введении ребоксетина 76-79
3.3.3. Активность карбоксипептидазы Е и пептидил-дипептидазы А при введении бупропиона 79-82
3.3.4. Активность фенилметилсульфонилфторид-ингибируемой карбоксипептидазы при введении флуоксетина, ребоксетина, бупропиона 82-83
3.4. Влияние селективных ингибиторов обратного захвата моноаминов на активность ферментов обмена регуляторных пептидов в сыворотке крови крыс 84-89
3.4.1. Активность лизинкарбоксипептидазы и пептидил-дипептидазы А при однократном введении флуоксетина, ребоксетина, бупропиона 84-86
3.4.2. Активность лизинкарбоксипептидазы и пептидил-дипептидазы А при системном введении флуоксетина, ребоксетина, бупропиона 86-89
3.5. Активность ферментов обмена регуляторных пептидов при действии селективных ингибиторов обратного захвата моноаминов in vitro 89-90
ГЛАВА 4. Обсуждение результатов исследования 91-109
Выводы 110
Список сокращений 111-112
Литература
- Дофаминергическая система
- Метод определения активности карбоксипептидазы Е 47
- Активность карбоксипептидазы Е и пептидил-дипептидазы А при введении флуоксетина
- Активность лизинкарбоксипептидазы и пептидил-дипептидазы А при системном введении флуоксетина, ребоксетина, бупропиона
Дофаминергическая система
В организме млекопитающих в телах серотонинергических нейронов обнаружены две изоформы триптофангидроксилазы: триптофангидроксилаза 1 – фермент, регулирующий синтез медиатора в тучных клетках и кишечнике, и триптофангидроксилаза 2 – фермент, катализирующий образование серотонина в мозге [144].
Синтезированный в пресинаптических окончаниях серотонин депонируется в синаптических пузырьках. При помощи протон-зависимой АТФазы ионы H+ закачиваются в везикулы, при выходе протонов по градиенту концентрации молекулы серотонина поступают внутрь. Передача нервного импульса сопровождается деполяризацией мембраны и высвобождением нейромедиатора в синаптическую щель [32].
Молекулярным механизмом прекращения нейромедиаторной передачи является обратный захват серотонина особым белком-транспортером, переносящим медиатор из синаптической щели в цитоплазму нейрона или глиальной клетки, и его разрушение с помощью МАО до 5-гидроксииндолальдегида, который при участии ацетальдегиддегидрогеназы превращается в 5-гидроксииндолуксусную кислоту [10, 104]. Также прекращение секреции медиатора осуществляется по механизму обратной связи через воздействие на пресинаптические 5-НТ1А и 5-НТ1В-ауторецепторы [51].
Основой функционального разнообразия физиологических эффектов медиатора являются рецепторы, обладающие различным сродством к серотонину и локализованные на пресинаптических и постсинаптических мембранах в различных отделах мозга: коре больших полушарий, лимбической системе, базальных ганглиях, чёрной субстанции, области вентральной покрышки [63].
Выделяют 7 типов серотониновых рецепторов: 5-НТ1, 5-НТ2, 5-НТ3, 5-НТ4, 5-НТ5, 5-НТ6, 5-НТ7. В ЦНС преимущественно обнаружены метаботропные 5-НТ1 и 5-НТ2-рецепторы. Тип 5-НТ1-рецепторов состоит из 5 подтипов: 5-НТ1А, 5-НТ1В, 5-НТ1D, 5-НТ1E, 5-НТ1F, представляющих собой простые белки, содержащие 365-422 аминокислотных остатка, и сопряженные с аденилатциклазой посредством G 11 белков. Тип 5-НТ2-рецепторов состоит из трёх подтипов: 5-НТ2А, 5-НТ2В, 5-НТ2С, представляющих собой простые белки, сопряженные с фосфолипазой С [209].
Са2+-зависимое фосфорилирование триптофангидроксилазы приводит к усилению синтеза 5-гидрокситриптофана из триптофана. Регуляция интенсивности секреции серотонина из пресинаптических нейрональных терминалей осуществляется по принципу обратной связи через пресинаптические 5-НТ1А и 5-НТ1В-рецепторы [51]. 5-НТ2А-рецепторы, регулирующие уровень серотонина в мозге, в больших количествах содержатся в структурах, отвечающих за эмоциональные и когнитивные процессы – в гиппокампе, хвостатом ядре, базальных ганглиях и передней коре мозга [163].
Помимо этого, серотонин оказывает модулирующее влияние на уровень других нейротрансмиттеров [40]. Рецепторная основа этого воздействия включает 5-НТ1В, 5-НТ1D, 5-НТ2А, 5-НТ2С–рецепторы [100].
Через пресинаптические 5-НТ1D-рецепторы по принципу отрицательной обратной связи регулируются уровни высвобождения дофамина, ацетилхолина и глутамата [63]. Действуя через 5-НТ2С-рецепторы, серотонин ингибирует дофаминергическую систему, а через 5-НТ2А-рецепторы стимулирует её. За счёт подавления секреции ГАМК через 5-НТ1В-рецепторы серотонин может усиливать активность дофаминергических нейронов [100]. Активация 5-НТ2А-рецепторов на ГАМКергических нейронах вызывает подавление активности норадренергических нейронов голубого пятна [262], в то время как антагонист 5-НТ2А-рецепторов асенапин увеличивает секрецию норадреналина и дофамина в префронтальной коре и гиппокампе крыс [171].
Дофаминергические нейроны локализованы в среднем мозге, обонятельной луковице, гипоталамусе и перивентрикулярной области продолговатого мозга. Нейроны чёрной субстанции дают проекции в стриатум, образуя нигростриарный путь. Образования лимбической системы и лобные отделы коры иннервируются через мезолимбические пути от покрышки среднего мозга. Система дофаминергических клеток вокруг четвертого желудочка простирается внутри ствола мозга до гипоталамуса [5, 10, 105]. Дофаминергическая система участвует в контроле двигательной активности, формировании эмоционального статуса, модулировании нейроэндокринных сигналов за счет регуляции секреции гормонов передней доли гипофиза и гипоталамуса [66, 85, 222].
Предшественником дофамина является тирозин. Первоначально аминокислота гидроксилируется до 3,4-диоксифенилаланина при участии тирозингидроксилазы. Далее под действием декарбоксилазы ароматических L-аминоксилот из 3,4-диоксифенилаланина образуется дофамин. Регуляция синтеза осуществляется по принципу отрицательной обратной связи путем ингибирования тирозингидроксилазы медиатором. Из синаптической щели дофамин посредством специфического транспортера переносится внутрь нейронов, где расщепляется с помощью моноаминооксидазы, альдегиддегидрогеназы и катехол-О-метилтрансферазы до гомованилиновой кислоты [10, 100].
Выделяют пять типов метаботропных дофаминовых рецепторов D1, D2, D3, D4, D5, различающихся между собой по чувствительности к дофамину и нейролептику спиперону. Все рецепторы гомологичны, представляют собой -спирали, состоящие из 7 трансмембранных доменов, сопряжены с ГТФ-связывающими белками. D2, D3-рецепторы имеют преимущественно пресинаптическую локализацию, на постсинаптических мембранах обнаружены все типы рецепторов [82, 222].
D1-рецепторы обнаружены в лобных долях коры больших полушарий, стриатуме, чёрной субстанции, амигдале, обонятельной луковице, в меньшей концентрации в гиппокампе, мозжечке, таламической и гипоталамической областях. D5-рецепторы в небольших количествах встречаются в различных участках мозга, в том числе в чёрной субстанции, зубчатой извилине, гиппокампе и гипоталамусе. При стимуляции этих рецепторов увеличивается уровень цАМФ, повышается гидролиз фосфоинозитолдифосфата, происходит мобилизация кальция и активация протеинкиназ [86, 106].
Метод определения активности карбоксипептидазы Е 47
Исследование проводилось на 126 самцах белых беспородных крыс массой 200-250 г. Животные содержались в стандартных условиях вивария со свободным доступом к воде и пище при температуре 22±1оС, 12-часовой сменой дня и ночи. В качестве селективных ингибиторов обратного захвата моноаминов использовали флуоксетин, ребоксетин и бупропион [153, 229]. Через 12, 24 и 72 часа после однократного внутрибрюшинного введения препаратов и через 24 и 72 часа после последнего введения в течение 14 дней животных декапитировали, на холоду извлекали мозг и надпочечники. Отделяли гипофиз, четверохолмие, продолговатый мозг, гипоталамус, амигдалу, гиппокамп, стриатум. Полученные образцы тканей взвешивали, гомогенизировали с помощью стеклянного гомогенизатора с пестиком в 50 мМ натрий-ацетатном буфере (pH 5,6), содержащем 50 мМ хлорид натрия [73]. Определение активности ферментов проводили по схемам, описанным ниже. В качестве специфических ингибиторов использовали ФМСФ, ГЭМЯК, каптоприл, в качестве субстратов - дансил-Phe-Ala-Arg, карбоксибензоил-Gly-Gly-Arg, гиппурил-Arg. Для оценки воздействия селективных ингибиторов обратного захвата моноаминов на активность КПЕ, ФМСФ-КП, ПДПА, ЛКП гомогенаты тканей и сыворотку крови инкубировали с исследуемыми препаратами в дозировке, соответствующей эксперименту in vivo, в течение 60 мин при 4оС.
Выбор данных отделов для исследования активности ферментов обмена регуляторных пептидов на фоне введения селективных ингибиторов обратного захвата моноаминов обусловлен высоким содержанием в них нейронов моноаминовых нейромедиаторных систем [105]. Кроме того, гипофиз, гипоталамус, стриатум, гиппокамп, амигдала, надпочечники характеризуются высоким содержанием регуляторных пептидов и наибольшей активностью ферментов их обмена [5, 18, 19].
При изучении влияния селективных ингибиторов обратного захвата моноаминов на активность ферментов обмена регуляторных пептидов в нервной ткани и сыворотке крови в условиях in vivo исследуемые лекарственные препараты суспендировали в 0,2% Твин-80, приготовленном на физиологическом растворе. В эксперименте были использованы дозы, достаточные для проявления антидепрессантного эффекта препаратов: 1) 10 мг на кг массы в случае флуоксетина (СИОЗС); 2) 10 мг на кг массы в случае ребоксетина (СИОЗН); 3) 20 мг на кг массы в случае бупропиона (СИОЗД).
Препараты вводили интраперитонеально в объеме 0,2-0,25 мл. Контрольным животным вводили равный объем раствора 0,2% Твин-80.
Декапитацию производили через 12, 24 и 72 часа после однократной инъекции, через 24 и 72 часа после последней инъекции при системном введении препаратов в течение 14 дней. Данные сроки были выбраны исходя из длительного периода полужизни исследуемых препаратов [9]. Активность КПЕ определяли флуориметрическим методом [18, 73].
Для определения активности КПЕ в опытной пробе к 50 мкл гомогената ткани добавляли 150 мкл 50 мМ натрий-ацетатного буфера, содержащего 50 мМ NaCl (рН 5,6), в контрольной пробе к 50 мкл гомогената ткани добавляли смесь 140 мкл буфера и 10 мкл 25 мкМ водного раствора ингибитора ГЭМЯК. Пробы преинкубировали при 37С в течение 8 минут. Реакцию начинали прибавлением 50 мкл водного 210 мкМ раствора дансил-Phe-Ala-Arg, нагретого до 37С. Пробы инкубировали при 37С в течение 60 минут. Для остановки реакции к пробам добавляли 50 мкл 1 М раствора HCl.
Продукт реакции дансил-Phe-Ala экстрагировали в 1,5 мл хлороформа при интенсивном встряхивании в течение 1 минуты. Для разделения хлороформной и водной фаз пробы центрифугировали (1000 об/мин) в течение 10 минут.
Флуоресценцию хлороформной фазы измеряли на флюорате-02-АБЛФ-Т при ex=360 нм и em=530 нм в кварцевой кювете К10. 1 мкМ раствор дансил-Phe-Ala в хлороформе использовали в качестве стандарта. Здесь и далее количество белка определяли методом Lowry [196]. Активность фермента определяли по разности флуоресценции в пробах, не содержащих и содержащих ГЭМЯК, и выражали в нмоль дансил-Phe-Ala, образовавшегося за 1 минуту инкубации в пересчёте на 1 мг белка. Активность ФМСФ-КП определяли флуориметрическим методом [18, 73].
В опытную пробу к 50 мкл гомогената ткани вносили 150 мкл 50 мМ натрий-ацетатного буфера, содержащего 50 мМ NaCl (рН 5,6), в контрольную пробу – 140 мкл буфера и 10 мкл 25 мкМ спиртового раствора ФМСФ. Пробы преинкубировали при 37С в течение 8 минут. Реакцию начинали прибавлением 50 мкл нагретого до 37С 210 мкМ водного раствора дансил-Phe-Ala-Arg. Пробы инкубировали при 37С в течение 60 минут. Для остановки реакции к пробам добавляли 50 мкл 1М раствора HCl.
Продукт реакции дансил-Phe-Ala экстрагировали в 1,5 мл хлороформа при интенсивном встряхивании в течение 1 минуты. Пробы центрифугировали (1000 об/мин) в течение 10 минут. Флуоресценцию хлороформной фазы измеряли на флюорате 02 АБЛФ-Т при ex=360 нм и em=530 нм в кювете с длиной оптического пути 1 см.
Активность фермента определяли по разности флуоресценции в пробах, не содержащих и содержащих ФМСФ, и выражали в нмоль дансил-Phe-Ala, образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчёте на 1 мг белка.
Активность карбоксипептидазы Е и пептидил-дипептидазы А при введении флуоксетина
Установлены следующие закономерности изменения активности КПЕ в отделах мозга и надпочечниках крыс после инъекции животным флуоксетина (рисунок 8). Так, через 12 ч после введения флуоксетина активность исследуемого фермента снижалась только в гипофизе и гипоталамусе на 25% и 23%, соответственно. В четверохолмии, продолговатом мозге, гипоталамусе и гиппокампе активность КПЕ снижалась через 24 ч на 19%, 31%, 38% и 43% соответственно. В гипофизе к этому времени активность фермента увеличивалась на 35%, далее уменьшалась на 37% к 72 ч. В четверохолмии и гиппокампе к 72 ч наблюдалось увеличение активности КПЕ на 19% и 41%. В амигдале, стриатуме, надпочечниках через 12 ч и 24 ч активность фермента не отличалась от контроля. Однако, к 72 ч активность КПЕ в надпочечниках возрастала в 3 раза, а в амигдале и стриатуме уменьшалась на 22% в обоих отделах.
Таким образом, внутрибрюшинное введение флуоксетина вызывало существенное изменение активности карбоксипептидазы Е по сравнению с контролем во всех отделах мозга и надпочечниках, причем наблюдались длительные, сохраняющиеся, по крайней мере, в гипофизе, гиппокампе, амигдале, стриатуме и надпочечниках в течение 72 часов изменения активности фермента. Отмечено снижение активности КПЕ в большинстве отделов мозга, приводящее, по-видимому, к уменьшению синтеза и секреции регуляторных пептидов, вовлеченных в стресс-реакции и патогенез депрессии. Рисунок 8. Активность КПЕ при однократном введении флуоксетина в нервной ткани крыс (нмоль продукта, образовавшегося за 1 минуту инкубации на 1 мг белка, M ± m, n=4-6). Здесь: - контроль, - флуоксетин 10 мг/кг. - р 0,05, - p 0,01, -p 0,001 относительно контроля. Однократное введение флуоксетина приводит к активации гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой оси, что сопровождается усилением синтеза и секреции кортиколиберина, АКТГ и кортизола [149]. Увеличение активности КПЕ в гипофизе и надпочечниках также может свидетельствовать об активации ГГНО.
Согласно результатам исследования активности ПДПА в отделах мозга крыс при введении флуоксетина (рисунок 9), в гипофизе через 12 ч после инъекции активность ПДПА снижалась на 26%, через 24 ч и 72 ч увеличивалась в 3 раза и на 26% соответственно по сравнению с контролем. В четверохолмии через 12 ч после введения активность исследуемого фермента не изменялась, а через 24 ч, 72 ч возрастала в 2,5 и 5,5 раз. В продолговатом мозге активность ПДПА через 12 ч не изменялась, через 24 ч и 72 ч снижалась на 54% и 31% относительно контроля. В гипоталамусе активность фермента увеличивалась в 2, 3,8, 2,5 раза через 12 ч, 24 ч, 72 ч соответственно. В гиппокампе увеличение активности наблюдалось к 24 ч и 72 ч после инъекции на 34% и в 2,4 раза соответственно. В амигдале активность ПДПА снижалась на 45%, 40%, 66% через 12 ч, 24 ч, 72 ч относительно контроля. В стриатуме отмечено повышение активности в 2 раза и в 2,4 раза через 12 ч и 24 ч по сравнению с контролем.
В гипофизе и четверохолмии наблюдается постепенное увеличение активности ПДПА через 24 ч и 72 ч. В продолговатом мозге и амигдале отмечена скачкообразная динамика изменения активности: снижение к 24 ч и увеличение к 72 ч. В гипоталамусе и стриатуме активность возрастает к 12 ч и 24 ч. Активность ПДПА в гиппокампе снижается к 24 ч и 72 ч.
Повышение активности исследуемого фермента, по-видимому, может способствовать гиперпродукции ангиотензина II, через который может быть опосредована активация гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой оси, отмеченная при приеме флуоксетина [149]. Вместе с тем, биологическими субстратами пептидил-дипептидазы А также являются холецистокинин, нейротензин, вещество Р, аргинин-вазопрессин, окситоцин [155] и, по-видимому, именно с уменьшением их уровня связан антидепрессантный эффект препарата.
Активность ПДПА при однократном введении флуоксетина в нервной ткани крыс (нмоль продукта, образовавшегося за 1 минуту инкубации на 1 мг белка, M ± m, n=4-6). Здесь: - контроль, - флуоксетин 10 мг/кг. - р 0,05, - p 0,01, - p 0,001 относительно контроля.
После инъекции ребоксетина наблюдаются следующие закономерности в изменении активности КПЕ в отделах мозга и надпочечниках крыс (рисунок 10). Так, через 12 ч после введения препарата активность изучаемого фермента снижалась только в гипофизе на 56% по отношению к контролю. Через 24 ч после инъекции снижение активности КПЕ происходило в гипофизе, четверохолмии, продолговатом мозге, гипоталамусе, гиппокампе, амигдале на 20%, 46%, 66%, 68%, 55%, 25%, соответственно. Через 72 ч после инъекции активность фермента в гипофизе и стриатуме была снижена на 48% и 22%, повышена в гиппокампе и амигдале на 42% и 34% соответственно.
Таким образом, однократное введение ребоксетина вызывает длительное изменение активности карбоксипептидазы Е по сравнению с контролем во всех отделах мозга крыс. Снижение активности исследуемого фермента, по-видимому, приводит к уменьшению синтеза и секреции ряда регулятрных пептидов, в том числе АКТГ, аргинин-вазопрессина, окситоцина, вещества Р, нейротензина, энкефалинов, что может обусловливать антидепрессантный эффект препарата. Увеличение активности фермента в амигдале и гиппокампе через 72 ч после инъекции, вероятно, приводит к накоплению нейротензина и вещества Р.
Активность лизинкарбоксипептидазы и пептидил-дипептидазы А при системном введении флуоксетина, ребоксетина, бупропиона
Моноаминовые нейромедиаторные системы являются важнейшими составляющими, обеспечивающими фундаментальные физиологические процессы, лежащие в основе многообразных функций центральной нервной системы животных и человека. Так, серотонинергическая, дофаминергическая, норадренергическая системы принимают участие в контроле многих психических и моторных функций, в процессах запоминания и обучения, регуляции эмоционального состояния, цикла сон -бодрствование и т.д. [76, 80, 105].
Подтверждением тому являются многочисленные сведения о широком спектре нейврологических заболеваний, при которых отмечаются нарушения функционирования данных систем. Например, алкогольная и наркотическая зависимости, нейродегенеративные заболевания и психические расстройства, в том числе депрессии [105, 154, 166].
В настоящее время для лечения заболевания достаточно широко применяются селективные ингибиторы обратного захвата моноаминов [27, 59]. Фармакологическое воздействие, компенсирующее дефицит или избыток нейромедиатора в синаптической щели, способствует снижению выраженности симптоматики депрессивных расстройств. Однако, неэффективность препаратов в ряде случаев и широкий спектр побочных эффектов делает актуальным поиск новых терапевтических подходов к лечению заболевания.
В современной фармакологии всё большее предпочтение отдается лекарственным средствам на основе природных компонентов и, в первую очередь, пептидам [50].
Поскольку биологически активным пептидам принадлежит важная роль в регуляции психоэмоционального состояния [43], достаточно перспективными представляются разработки лекарственных средств для лечения психических расстройств на основе природных регуляторных пептидов и их синтетических аналогов [50, 84]. Некоторые успехи в данном направлении уже достигнуты. Так, ноопепт успешно применяют для коррекции когнитивных нарушений различного генеза, кортексин, дельтаран и семакс в терапии органических поражений головного мозга, положительный эффект селанка наблюдается у пациентов с болезнью Паркинсона [84]. Были обнаружены протекторные эффекты глипролинов [6] и карнозина [75], антидепрессантные эффекты селанка [37] и миметика BDNF ГСБ-106 [64], положительные эффекты миметика фактора роста нервов ГК-2 на моделях болези Альцгеймера и т.д. [55]. Установлено ингибирующее действие селанка и семакса на энкефалиндеградирующие ферменты сыворотки крови [41].
Также ведётся активный поиск биологических источников пептидов с целью разработки новых препаратов для коррекции психических расстройств [8]. Так, установлен выраженный ноотропный эффект биопрепарата на основе пептидов личинок трутневого расплода с молекулярной массой 5-10 кДа. Показано также, что полученный препарат при интраназальном введении вызывает существенные изменения активности ряда ферментов, участвующих в обмене регуляторных пептидов в мозге [8].
Известно, что пептидергическая система координирует работу других нейромедиаторных систем и оказывает модулирующее воздействие на моноаминовые системы через изменения уровней регуляторных пептидов в мозге и плазме крови [5, 40]. Так, опиоидные пептиды, вещество Р, нейропептид Y, нейротензин стимулируют секрецию дофамина [99, 151, 193], оказывают модулирующее действие на уровень серотонина и норадреналина [126, 127], аргинин-вазопрессин и тиролиберин ингибируют секрецию дофамина, серотонина и норадреналина в структурах лимбической системы [96, 111, 116]. Кортиколиберин повышает уровень дофамина в гипоталамусе и снижает в стриатуме, [181], также увеличивает активность норадренергических и серотонинергических нейронов гиппокампа [128, 194]. АКТГ повышает уровень норадреналина в плазме крови человека [275], его внутрибрюшинное введение увеличивает содержание серотонина в гипоталамусе [191]. Окситоцин снижает уровень серотонина в гипоталамусе, среднем мозге, увеличивает содержание серотонина в стриатуме и норадреналина в гипоталамусе [33, 219]. Центральное введение ангиотензина II крысам ускоряет метаболизм норадреналина в головном мозге [147], ингибирует активность серотонинергических нейронов в субфорникальном органе головного мозга крыс [260]. Галанин in vitro стимулирует секрецию норадреналина в мозговом слое надпочечников крыс [94], подавляет высвобождение серотонина и норадреналина в гиппокампе [276].
Таким образом, модулирующее воздействие регуляторных пептидов на функциональную активность моноаминовых систем позволило сделать предположение об опосредованности антидепрессантного эффекта селективных ингибиторов обратного захвата моноаминов через пептидергическую систему.
Совокупность регуляторных пептидов образует функциональный континуум, формирующий сложную, разветвлённую, взаимосопряжённую систему регуляции биологически важных функций организма [5, 40]. При этом каждый из пептидов обладает уникальным спектром действия и, вместе с тем, имеет перекрывающуюся с другими пептидами совокупность биоактивностей. Также большинство из них стимулируют или ингибируют выход других пептидов, образуют сложные индукционные связи с медиаторными системами организма [5, 40].